Proteomic and transcriptomic response of human skeletal muscle to 12-week resistance training

Cover Page


Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription or Fee Access

Abstract

BACKGROUND: Decreased skeletal muscle mass and properties lead to the development of various pathologies and increased risk for injuries. Studies of the molecular mechanisms of skeletal muscle adaptation to resistance training to increase muscle mass and strength appear imperative for medicine and sports.

AIM: To assess changes in the proteomic profile (quantitative panoramic mass spectrometric analysis) of skeletal muscles and the correlation of these changes with the expression of the corresponding mRNAs (RNA-sequencing) before and after 12 weeks of strength training and changes in the transcriptome 8 and 24 h after an acute resistance exercise with one leg.

METHODS: Ten untrained men (aged 23 [20.8–25.9] years; body mass index, 22 [20.9–25.1] kg/m2) performed a two-legged seated platform press for 12 weeks (3 times/week, 50–75% of maximum voluntary contraction [MVC]). After training, the volunteers performed an acute strength exercise with one leg. Before and after 12 weeks of training, the MVC and volume of the quadriceps femoris muscle were assessed. Before and after training, as well as 8 and 24 h after the acute resistance exercise, a biopsy of the vastus lateralis muscle was performed from the loaded and contralateral limbs for immunohistochemical, proteomic (high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry), and transcriptomic (RNA-sequencing) analyses.

RESULTS: The 12-week strength training increased the MVC by 19%, quadriceps femoris volume by 12%, cross-sectional area of type 2 (fast) fibers by 29%, minimum Feret diameter of type 2 fibers by 10%, and type 1 (slow) fibers by 13%. Of the 1174 detected proteins, 24 increased, and 83 decreased in content. Strength training resulted in an increase in the expression levels of 142 and a decrease in 65 of the 12,112 mRNAs detected, with enrichment for the functional terms of the extracellular environment, matrix, basement membrane, etc. Changes in the contents of 433 mRNAs after 8 h and 639 mRNAs after 24 h were found when comparing the once-loaded muscle with the contralateral one (genes associated with contractile activity). Changes in the content of only a small part of proteins (5–9 out of 107) correlated with the changes in the corresponding mRNAs.

CONCLUSION: Proteomic analysis showed that the 12-week resistance training had little effect on the relative abundance of high-abundance proteins in muscles. The increase in muscle mass induced by training appears to be explained by a similar change in the synthesis/degradation rates of the detected proteins. In the comparison of proteomic data with changes in mRNA expression after 12 weeks of training and 8 and 24 h after a single load (gene response specific to contractile activity), changes in protein contents caused by strength training were regulated mainly at the post-transcriptional level.

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

Увеличение массы и силы мышц важно для спорта, поддержания здоровья и качества жизни (физической культуры), а также восстановительной медицины. Последнее связано с тем, что скелетная мускулатура составляет значительную (30–40%) часть массы тела и играет ключевую роль в регуляции углеводно-жирового обмена в организме человека. Снижение массы и функциональных возможностей скелетных мышц обусловливает развитие метаболических нарушений, заболеваний сердечно-сосудистой системы, повышение риска травматизации. Поэтому исследование молекулярных механизмов адаптации скелетной мышцы к физическим упражнениям, направленным на увеличение мышечной массы и силы, представляется важной задачей.

Однократная силовая нагрузка вызывает кратковременное увеличение скорости синтеза мышечных белков, связанное с активацией ключевого регулятора трансляции — комплекса mTORC1 [1–3]. Повышение скорости синтеза белка после каждой нагрузки является основным механизмом увеличения мышечной массы и максимальной силы при регулярных силовых тренировках. В нескольких протеомных исследованиях была сделана попытка выявить белки, специфически регулируемые в скелетной мышце человека при регулярных силовых тренировках [4–7]. В этих работах глубина протеомного анализа (от 157 до 1377 детектированных белков) и число белков, изменивших экспрессию (от 40 до 134), значительно различались, а полученные изменения плохо согласовывались между собой [4, 5, 7].

Изменение содержания мРНК является одним из факторов, регулирующим содержание белка. В ряде работ исследовали изменения транскриптома скелетной мышцы человека после регулярных силовых тренировок [8–14] и однократной силовой нагрузки у нетренированных и тренированных людей [9, 13–15]. Изменение содержания мРНК после однократной нагрузки может быть вызвано не только сократительной активностью, но и действием системных факторов (циркадные осцилляции, питание и т.п.). Действительно, было показано, что транскриптом скелетной мышцы грызунов и людей подвержен выраженным циркадным колебаниям, которые включают гены-регуляторы миогенеза [16–19]. Сопоставление транскриптомного ответа на однократную нагрузку в нагружаемой и ненагружаемой (контралатеральной) мышце даёт возможность оценить ответ генов, специфический для сократительной активности, как показано в работе, исследовавшей эффекты аэробной физической нагрузки [20]. В нескольких исследованиях использован такой подход для изучения специфического ответа транскриптома на однократную силовую нагрузку [10, 21]. Однако в этих работах была малая выборка, а ответ на разных временн΄ых точках исследовали у разных добровольцев, что увеличивает вариабельность результатов. Помимо этого, до сих пор не изучена роль изменения транскриптома (изменения базальной экспрессии после регулярных тренировок и специфического ответа генов на однократную нагрузку) в изменении протеома скелетной мышцы после регулярных силовых тренировок.

Цель исследования — изучить влияние регулярных силовых тренировок на изменение протеомного профиля (количественный панорамный масс-спектрометрический анализ) скелетной мышцы и оценить, коррелируют ли эти изменения с изменением экспрессии соответствующих мРНК (секвенирование РНК).

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Организация исследования

Десять молодых мужчин (возраст — 23 (20,8–25,91) года, индекс массы тела — 22 (20,9–25,1) кг/м2) в течение 12 нед тренировали мышцы-разгибатели ног в упражнении «жим платформы сидя обеими ногами». Увеличение мышечной массы при регулярных силовых тренировках зависит прежде всего от развития выраженного утомления мышцы, а не от величины используемой нагрузки [22]; при этом оптимальная для роста мышечной массы и силы тренировочная программа состоит из 2–5 рабочих подходов за тренировку, двух и более тренировок в неделю [23, 24]. Поэтому в нашем исследовании добровольцы тренировались 3 раза в неделю, чередуя нагрузки разной интенсивности: понедельник — 3 подхода (65% максимальной произвольной силы (МПС), до отказа); среда — 3 подхода (50% МПС, 25 повторов) и пятница — 4 подхода (75% МПС, до отказа); подходы разделялись 4 мин отдыха. Каждая тренировочная сессия включала разминку (50% МПС, 12 повторов).

Перед 12-недельной тренировкой проводили магнитно-резонансную томографию (МРТ) обоих бёдер и определяли МПС как наибольшую нагрузку, при которой доброволец мог выполнить полное разгибание обеих ног. Через 48 ч брали биопсию из m. vastus lateralis (рис. 1). МПС оценивали каждые 2–3 нед для коррекции тренировочной нагрузки. Через 48 ч после окончания тренировочного периода проводили МРТ обоих бёдер и определяли МПС обеих ног и одной ноги (случайный выбор), которая через 24 ч нагружалась во время тестового тренировочного занятия (упражнение «жим платформы сидя одной ногой»: разминка (50% МПС, 12 повторов) + 4 подхода (65% МПС, до отказа). Через 8 и 24 ч после окончания тестового тренировочного занятия брали биопсии из m. vastus lateralis работавшей и неработавшей ноги. Процедуру осуществляли после 30 мин покоя в положении лежа из средней трети m. vastus lateralis под локальной анестезией (2 мл 2% лидокаина) с помощью 6 мм модифицированной иглы Бергстрома с аспирацией [25]. Каждую последующую биопсию брали на 4 см проксимальнее предыдущей. Полученные образцы ткани быстро очищали от крови и соединительной ткани, замораживали в жидком азоте и хранили при –80 °С.

 

Рис. 1. Дизайн исследования. МПС — максимальная произвольная сила

Fig. 1. Study design. МПС — maximum voluntary contraction

 

Этическая экспертиза

Все испытуемые подписали форму добровольного информированного согласия на участие в исследовании, утверждённую в составе протокола исследования этическим комитетом. Исследование одобрено этическим комитетом ФГБУ ФНКЦ ФХМ им. Ю.М. Лопухина ФМБА России (протокол № 202/06/01 от 01 июня 2021 г.).

Магнитно-резонансная томография

Объём четырехглавой мышцы бедра (m. quadriceps femoris) оценивали с помощью томографа Espree (Siemens, Германия) 1,5 Тл (режим Т1, толщина среза — 1 мм) и программы Radiant (Medixant, Польша). Площадь поперечного сечения (ППС) m. quadriceps femoris оценивали на всех срезах, кроме двух проксимальных и дистальных, и затем вычисляли объём m. quadriceps femoris как произведение суммы ППС мышцы и шага среза. До и после тренировок оценивали одинаковое количество срезов на одном и том же уровне у каждого добровольца.

Иммуногистохимический анализ мышечной ткани

Иммуногистохимический анализ поперечных срезов волокон m. vastus lateralis, фиксированных с помощью среды Tissue-Tek (Sakura Finetek USA, США) и замороженных в жидком азоте, был проведён до и после 12 нед силовых тренировок (базальные пробы, см. рис. 1). Срезы толщиной 8 мкм (криостат CM1850; Leica Microsystems, Германия) фиксировали на предметных адгезивных стеклах Polysine (Thermo Fisher Scientific, США), инкубировали при комнатной температуре в течение 15 мин, трижды отмывали фосфатно-солевым буфером в течение 5 мин и затем инкубировали в течение 1 ч со смесью мышиных антител против медленной изоформы тяжёлых цепей миозина (1:5000, M8421) и кроличьих антител против дистрофина (1:500, PA5-32388) — оба производства Sigma-Aldrich, США. Срезы отмывали в фосфатно-солевом буфере и инкубировали в смеси вторичных FITC-конъюгированных анти-мышиных (1:100, F0257; Sigma-Aldrich) и Alexa Fluor 555 конъюгированных анти-кроличьих (1:1000, A32732; Thermo Fisher Scientific) антител. После отмывки срезы помещали в среду Slow Fade (Thermo Fisher Scientific) и фиксировали флуоресценцию на микроскопе ZOE Cell Imager (Bio-Rad, США).

Анализ изображений проводили с помощью программы ImageJ (NIH, США): определяли ППС, минимальный диаметр Фере (минимум по 100 быстрых и медленных волокон на срезе), долю быстрых и медленных волокон на срезе и их относительную площадь на срезе.

Протеомный анализ и обработка данных

Образцы ткани (~10 мг) гомогенизировали в 143 мкл лизирующего буфера (4% додецилсульфат натрия; 0,1 М Трис; 0,1 М дитиотритол; pH=7,6). Лизат кипятили в течение 5 мин при 95 °С, переносили в микропробирки microTUBE-130 (Snap-Cap; Covaris, США) и обрабатывали ультразвуком (средняя мощность — 20 Вт, 30 с × 4; фокусирующий ультразвуковой генератор ME220 (Covaris). После центрифугирования в течение 5 мин при 30 000 g и 20°С концентрацию белка в супернатанте измеряли флуориметрическим методом с помощью флуориметра Qubit 4 (Thermo Fisher Scientific), затем 100 мкг белка загружали на центрифужный фильтр Microcon YM-30 (Merck, Германия) и гидролизовали методом MED-FASP [26] в течение ночи при 37 °С, используя 1 мкг LysC (Promega, США). После смывали пептиды и добавляли 2 мкг трипсина (Thermo Fisher Scientific, инкубация в течение 7 ч при 37 °С) и повторно смывали пептиды в новую пробирку. Обе фракции пептидов концентрировали до 20–25 мкл при 45 °С с использованием прибора Concentrator plus (Eppendorf, Германия) и метили изобарическими метками TMT10plex (Thermo Fisher Scientific) согласно рекомендациям производителя. После объединяли пробы, меченные разными метками, для каждой фракции.

После шага трипсинолиза пептидные образцы, содержащие изобарические метки ТМТ (tandem mass tag), анализировали с помощью высокоэффективной жидкостной хроматографии, используя систему Dionex UltiMate 3000 Nano (Thermo Fisher Scientific), оснащённую колонкой C-18 лабораторного изготовления длиной 50 см и внутренним диаметром 100 мкм, и 2,4 мкм сорбента Kinetex C18 (Phenomenex, США). Скорость элюента через термостатированную при 60 °С колонку составляла 250 мкл/мин. Буфер A представлял собой раствор 0,1% муравьиной кислоты в воде (для жидкостной хроматографии/масс-спектрометрии), а буфер B — 80% ацетонитрила и 0,1% муравьиной кислоты в воде (для жидкостной хроматографии/масс-спектрометрии). При разделении использовали линейный градиент буфера Б от 3 до 50% продолжительностью 180 мин. Объём наносимой на предколонку (2 см × 100 мкм, 5 мкм C18; Phenomenex) пробы составлял 5 мкл. Анализ проводили с использованием масс-спектрометра Orbitrap Q Exactive HF-X (Thermo Fisher Scientific), оснащённого источником нанораспыления (+2,2 кВ при температуре капилляра 300 °С). Диапазон сканирования в режиме MS1 был установлен от 450 до 1400 m/z с максимальным временем инжекции 50 мс при разрешении 60 000 (FWHM) и автоматическом уровне усиления (AGC) 3e6. Нормализованная энергия столкновения (NCE) составляла 32% от максимальной. Спектры MS2 регистрировались с окном изоляции 0,7 Да и началом с 110 m/z. Разрешение составляло 60 000 (FWHM), а AGC — 2e5 при максимальном времени накопления 150 мс. В анализе использовали метод Full MS/dd-MS2 (Top12).

Сырые данные обрабатывали с помощью пакета MaxQuant (Институт биохимии Макса Планка, Германия) при стандартных настройках (FDR для пептидов 1%, N-концевое ацетилирование и окисление метионина в качестве переменных модификаций и карбамидометилирование цистеина в качестве фиксированной модификации) с использованием функций Isobaric much between runs и PSM-level weighted ratio normalization [27].

Транскриптомный анализ и обработка данных

Образцы мышечной ткани (~20 мг) гомогенизировали (гомогенизатор TissueLyser II; QIAGEN, Германия) дважды по 1 мин при частоте 30 Гц. РНК выделяли, используя набор RNeasy mini kit (QIAGEN). После оценки концентрации на флуориметре Qubit 3.0 (Thermo Fisher Scientific) и целостности на анализаторе Bioanalyzer 2100 (Agilent, США) РНК очищали от ДНК с использованием набора Turbo DNA-free Kit (Thermo Fisher Scientific) и синтезировали двухцепочечную кДНК с использованием набор Mint-2 («Евроген», РФ). После амплификации фрагментов ПЦР-продукт очищали на магнитных частицах (AMPure XP; Beckman Coulter, США). ДНК фрагментировали (средняя длина — 250 п.н.) ультразвуком (ME 220; Covaris) и очищали на магнитных частицах. Библиотеки готовили из 10 нг очищенной ДНК, используя набор Universal DNA Library Prep Set (MGI Tech, Китай), и секвенировали на анализаторе DNBseq-G400 (MGI Tech) с двух концов (100 п.н., глубина прочтения — 50 млн пар на образец).

После удаления прочтений низкого качества (FastQC v. 0.11.9) и адаптерных последовательностей (trimmomatic v. 0.39) парные прочтения картировали на референсный геном человека GRCh38.p13 (gencode release 37) с помощью STAR v. 2.7.4a. Число уникальных прочтений для экзонов каждого гена определяли при помощи featureCounts (пакет программ Rsubread, среда R), используя аннотацию генома gencode release 37. Дифференциально экспрессируемые гены (ДЭГ) определяли, используя программу DESeq2 при padj <0,1 (поправка Бенджамини–Хохберга). Для анализа функционального обогащения ДЭГ использовали пакет программ clusterProfiler (среда R) и базы данных биологических процессов и клеточных компартментов Gene Ontology.

Статистический анализ данных

Для оценки изменения физиологических показателей использовали критерий Вилкоксона при p <0,05. Статистический анализ масс-спектрометрических данных проводили с помощью пакета программ Perseus (Институт биохимии Макса Планка): после фильтрации (удаление белков, идентифицированных только по одному сайту, по обратным последовательностям, и контаминантов) для белков, идентифицированных по >1 уникальному или razor-пептиду, определяли отношение репортерных ионов (после/до 12 нед тренировок). Это отношение нормировали на среднее содержание двух референсных белков (ACTA1 и GAPDH), как описано нами ранее [28]. Дифференциально экспрессируемые белки оценивали с помощью теста Вилкоксона q (padj) >0,05. Поиск обогащений функциональных групп осуществляли на платформе DAVID с использованием баз данных UniProt и Gene Ontology.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Изменения мышечной массы и силы

Как и ожидалось, 12 нед силовых тренировок увеличили МПС на 19% (p=0,002; рис. 2, a), объём m. quadriceps femoris — на 12% (p=0,002; рис. 2, b), ППС волокон 2-го (быстрого) типа — на 29% (p=0,01; рис. 2, c) и минимальный диаметр Фере волокон 2-го типа — на 10% (p=0,037; рис. 2, e) и 1-го (медленного) типа — на 13% (p=0,037; рис. 2, f). Наблюдалась тенденция к увеличению ППС волокон 1-го типа на 17% (p=0,06; рис. 2, d). Соотношение и относительная площадь волокон, занимаемая на срезе, не изменились (p=1,0; рис. 2, g, h и p=0,77; рис. 2, i, j соответственно).

 

Рис. 2. Влияние 12-недельной силовой тренировки на силу и размеры мышц: силовая тренировка увеличила: a — максимальную произвольную силу (МПС) мышц-разгибателей ног; b — объём m. quadriceps femoris; c — площадь поперечного сечения (ППС) «быстрых» волокон 2-го типа; e — минимальный диаметр Фере «быстрых» волокон 2-го типа и f — «медленных» волокон 1-го типа; силовая тренировка не повлияла: d — на ППС «медленных» волокон 1-го типа и фенотип m. vastus lateralis (g, i, h, j); ** отличие от исходного уровня, p < 0,01

Fig. 2. The effects of resistance training on muscle strength and size: resistance training increased: a — the maximum voluntary contraction (MVC) of the extensor muscles of legs; b — the m. quadriceps femoris volume; c — cross-sectional area (ППС) of «fast» type 2 fibers; e — minimal Feret diameter of «fast» type 2 and f — «slow» type 1 fibers; resistance training did not change: d — ППС of «slow» type 1 fibers; m. vastus lateralis phenotype (g, i, h, j); ** difference from initial level, p < 0.01

 

Изменение протеомного профиля

Было детектировано 1174 белка (преимущественно высокопредставленные белки — сократительные, саркомерные и митохондриальные, белки внеклеточного матрикса (ВКМ)), из которых 107 белков изменили содержание (приложение 1). Среди 24 белков, содержание которых увеличилось, выделяются регуляторы цитоскелета и ВКМ (VIM, DES, MSN, TUBA8), регуляторы метаболизма гликогена (UGP2, PHKB), митохондриальные белки (IDH3B, SLC25A3, FIS1) (табл. 1). Обогащения терминов UniProt и Gene Ontology данными белками не обнаружено.

 

Таблица 1. Белки, концентрация которых в m. vastus lateralis увеличилась после 12 нед силовых тренировок, и их принадлежность к функциональным группам

Table 1. Proteins, whose concentration increased in m. vastus lateralis after 12-week resistance training, and their affiliation with functional groups

UniProt ID

Белок

Прирост, %

padj

Функциональная группа

P08670

VIM

25

0,043

Филаменты, внеклеточный матрикс, цитоскелет, транспорт

P21752

TMSB10

19

0,043

P17661

DES

11

0,043

P26038

MSN

8

0,033

Q9NY65

TUBA8

8

0,043

Q9Y2J8

PADI2

7

0,043

Q00325

SLC25A3

18

0,043

Митохондрии

O43837

IDH3B

17

0,033

Q9Y3D6

FIS1

13

0,033

P56378

MP68

10

0,033

P07954

FH

9

0,043

P04083

ANXA1

12

0,043

Метаболизм глюкозы, гликогена, аминокислот, жиров

Q03154

ACY1

9

0,043

P15090

FABP4

9

0,043

Q93100

PHKB

7

0,033

Q16851

UGP2

5

0,043

P07099

EPHX1

20

0,033

Детоксикация

Q9Y2Q3

GSTK1

3

0,033

P50461

CSRP3

13

0,033

Рост и дифференцировка клеток

Q99584

S100A13

55

0,033

Кальциевая сигнализация

Q13557

CAMK2D

10

0,033

Q13557

MYL6

23

0,043

Прочие

P09936

UCHL1

18

0,033

P04406

GAPDH

4

0,033

Примечание: padj — q <0,05 (поправка Бенджамини–Хохберга).

Note: padj — q <0.05 (the Benjamini and Hochberg method).

 

Среди 83 белков, содержание которых снизилось, присутствовали белки мембраны, цитоскелета и ВКМ (ACTA1, DMD, SYNE2), регуляторы протеолиза (UBE2N, SELENBP1), транскрипции (CNBP, PRMT5), антиоксидантной защиты (PRDX1, SOD1) и кальциевой сигнализации (MYLK2, PVALB, MYOZ2, RYR1) (табл. 2). Наблюдалось обогащение термина клеточного компонента по UniProt «цитоплазма».

 

Таблица 2. Белки в m. vastus lateralis, содержание которых уменьшилось после 12 нед силовых тренировок, и их принадлежность к функциональным группам

Table 2. Proteins, whose concentration decreased in m. vastus lateralis after 12-week resistance training, and their affiliation with functional groups

UniProt ID

Белок

Снижение, %

padj

Функциональная группа

Q8WXH0

SYNE2

31

0,033

Филаменты,

внеклеточный

матрикс, цитоскелет, транспорт

Q08043

ACTN3

15

0,033

O15273

TCAP

15

0,043

Q16585

SGCB

13

0,043

P50402

EMD

13

0,033

Q14118

DAG1

13

0,033

P14543

NID1

11

0,043

O60763

USO1

11

0,033

P11532

DMD

9

0,043

O75298

RTN2

8

0,043

P40123

CAP2

7

0,033

Q9NZ01

TECR

7

0,043

Q9HBL7

PLGRKT

4

0,033

P68133

ACTA1

4

0,033

Q9HCP6

HHATL

19

0,043

Регуляция

трансляции

и гомеостаза белков

Q9H4A4

RNPEP

17

0,033

P51665

PSMD7

13

0,033

Q96FW1

OTUB1

12

0,033

Q13228

SELENBP1

10

0,033

P61088

UBE2N

10

0,043

P30043

BLVRB

9

0,043

P22061

PCMT1

9

0,033

P54136

RARS

7

0,033

Q9BRF8

CPPED1

6

0,043

P48147

PREP

6

0,033

P63151

PPP2R2A

21

0,033

Рост и дифференцировка клеток

P30086

PEBP1

11

0,033

P63000

RAC1

11

0,033

Q9NYL2

ZAK

10

0,033

P55786

NPEPPS

9

0,033

P13693

TPT1

8

0,033

O75531

BANF1

8

0,033

Q96DG6

CMBL

16

0,033

Прочие

P23109

AMPD1

15

0,033

P49189

ALDH9A1

13

0,043

Q04760

GLO1

13

0,033

P00491

PNP

13

0,033

P07108

DBI

11

0,033

P38606

ATP6V1A

11

0,033

P49773

HINT1

10

0,033

Q9NWV4

C1orf123

9

0,043

P10768

ESD

9

0,033

UniProt ID

Белок

Снижение, %

padj

Функциональная группа

O00764

PDXK

9

0,043

Прочие

P09622

DLD

4

0,043

Q6XQN6

NAPRT

21

0,033

Детоксикация,

ответ на стресс,

воспаление

Q06830

PRDX1

15

0,033

P00352

ALDH1A1

13

0,033

P30041

PRDX6

11

0,033

P00441

SOD1

8

0,033

Q9NRX4

PHPT1

8

0,043

Q8N8N7

PTGR2

8

0,043

P09960

LTA4H

8

0,033

P29144

TPP2

7

0,033

P06732

CKM

6

0,033

P28161

GSTM2

5

0,043

Q9H7C9

AAMDC

15

0,033

Регуляция

транскрипции

Q96IU4

ABHD14B

13

0,033

P21399

ACO1

12

0,033

Q9Y235

APOBEC2

11

0,033

P62633

CNBP

8

0,033

O14744

PRMT5

6

0,033

Q99497

PARK7

5

0,033

P61201

COPS2

5

0,033

Q9H0N5

PCBD2

5

0,033

Q99733

NAP1L4

4

0,033

P20472

PVALB

18

0,033

Кальциевый

сигналинг и метаболизм

Q13698

CACNA1S

15

0,033

P54289

CACNA2D1

15

0,033

Q9NZT1

CALML5

15

0,033

P21817

RYR1

12

0,033

Q9NPC6

MYOZ2

9

0,043

P03886

MT-ND1

16

0,043

Митохондрии

P05091

ALDH2

12

0,043

P22830

FECH

9

0,043

Q16762

TST

9

0,043

P26440

IVD

5

0,033

P12882

MYH1

33

0,033

Сократительные белки

Q9H1R3

MYLK2

21

0,043

Q02045

MYL5

17

0,033

Q00872

MYBPC1

9

0,033

P07951

TPM2

8

0,043

Q7Z4W1

DCXR

9

0,043

Метаболизм глюкозы, гликогена, аминокислот, жиров

P15121

AKR1B1

7

0,033

 

Изменение транскриптома после 12 нед силовых тренировок и однократной силовой нагрузки

Детектировано 12 112 мРНК, из которых в базальном состоянии после 12-недельной силовой тренировки увеличилось содержание 142 мРНК и уменьшилось — 65 мРНК (приложение 2). Анализ функционального обогащения показал, что гены, изменившие экспрессию, обогатили несколько функциональных категорий клеточных компартментов (extracellular region, extracellular space, extracellular matrix, endoplasmic reticulum lumen, collagen trimer, basement membrane) и молекулярных функций (extracellular matrix structural constituent, extracellular matrix structural constituent conferring tensile strength и calcium ion binding) (приложение 3).

В нагружавшейся мышце относительно базального состояния через 8 ч после однократной силовой нагрузки изменили экспрессию 634 гена, которые обогатили функциональную категорию молекулярных функций transcription factor activity, sequence-specific DNA binding; через 24 ч — 172 гена, обогатившие категорию «Z-диск». При этом 84 гена были общими для обеих временн΄ых точек (рис. 3, a). В контралатеральной ненагружавшейся мышце через 8 ч изменили экспрессию 73 гена; через 24 ч — 119 генов, обогативших категории клеточных компартментов extracellular region, extracellular space, extracellular exosome и extracellular matrix; 8 генов были общими для обеих временн΄ых точек (рис. 3, b).

 

Рис. 3. Количество генов: a — изменивших экспрессию (относительно исходного уровня) после однократной силовой нагрузки в нагружаемой мышце; b — изменивших экспрессию (относительно исходного уровня) после однократной силовой нагрузки в ненагружаемой мышце контралатеральной ноги; c — ассоциированных с сократительной активностью в мышце нагружаемой ноги (относительно ненагружаемой), после однократной силовой нагрузки; d — пересечение этих наборов генов с генами, изменившими экспрессию в нагружаемой мышце относительно исходного уровня. ДЭГ — дифференциально экспрессируемые гены

Fig. 3. The number of genes that changed expression (relative to the initial level) after an acute resistance exercise in loaded muscle (a) and unloaded muscle of the contralateral leg (b); the number of genes associated with contractile activity in the muscle of the loaded leg (relative to the unloaded leg) after the acute resistance exercise (c); intersection of these gene sets with genes that changed expression in exercised muscle relative to the initial level (d). ДЭГ — differentially expressed genes

 

При анализе ДЭГ, ассоциированных с сократительной активностью (сопоставление нагружавшейся и контралатеральной контрольной мышцы), обнаружено, что через 8 ч после однократной силовой нагрузки изменили экспрессию 433 гена, а через 24 ч — 639 генов (c обогащением клеточного компартмента «Z-диск»), из них 80 были общими (рис. 3, c). Обращает внимание, что в обеих временн΄ых точках набор ДЭГ, ассоциированных с сократительной активностью, слабо пересекался с набором генов, изменивших экспрессию в нагружаемой мышце относительно базальной точки (рис. 3, d).

При сопоставлении изменений содержания всех 1174 детектированных белков и соответствующих мРНК в результате 12-недельной силовой тренировки из 107 статистически значимо изменивших присутствие белков у 9 значимо и однонаправленно изменилось содержание мРНК, у 98 белков изменения мРНК были не значимы, а для 26 изменивших содержание мРНК содержание белка не изменилось (рис. 4, a). При сопоставлении содержания белков с изменениями мРНК через 8 ч после однократной силовой нагрузки из 107 изменивших содержание белков у 5 значимо и однонаправленно изменилось содержание мРНК, для 102 белков изменения мРНК были не значимы, а для 35 изменивших содержание мРНК содержание белка не изменилось (рис. 4, b). Через 24 ч у 6 белков значимо и однонаправленно изменили присутствие белок и мРНК, у 101 изменившего присутствие белка изменения мРНК были не значимы, а для 68 изменивших содержание мРНК содержание белка не изменилось (рис. 4, с).

 

Рис. 4. Сопоставление изменения концентрации белков с изменениями соответствующих мРНК в базальном состоянии: a — после 12-недельной силовой тренировки; b — через 8 ч после однократной силовой нагрузки; c — через 24 ч после однократной силовой нагрузки. N.S. — нет значимых изменений

Fig. 4. Comparison of changes in protein with corresponding mRNA changes in basal state: a — after 12 weeks of strength training; b — 8 h after acute resistance exercise; c — 24 h after acute resistance exercise. N.S. — not significant change

 

ОБСУЖДЕНИЕ

Увеличение максимальной произвольной силы и объёма мышц после длительной силовой тренировки

Как и ожидалось, 12-недельная силовая тренировка мышц-разгибателей обеих ног оказалась эффективна для увеличения силы тренируемых мышц, объёма m. quadriceps femoris и размеров волокон 2-го типа в m. vastus lateralis (см. рис. 2), и эти эффекты были сопоставимы с результатами предыдущих работ [1, 29, 30].

Влияние изменения относительного содержания высокопредставленных белков на прирост мышечной массы

Мы детектировали 1174 преимущественно высокопредставленных белка (при критерии ≥2 пептида/белок), что сопоставимо с глубиной протеомного анализа недавней работы, исследовавшей эффекты регулярных силовых тренировок (1377 белков) [7]. Используя количественный анализ (с изобарической меткой), мы установили, что 12-недельная тренировка изменила содержание небольшой доли (9,1%) преимущественно цитоплазматических белков. Это показывает, что прирост мышечной массы, вызванный тренировкой (см. рис. 2, b), не приводит к выраженному изменению относительного содержания высокопредставленных белков (белки саркомеров, митохондрий, мембраны, ВКМ и др.) и, по-видимому, связан с одинаковым увеличением скорости синтеза/снижением скорости деградации детектированных нами белков. С другой стороны, отсутствие выраженных изменений протеомного профиля может быть объяснено тем, что мы практически не детектировали низкопредставленные белки, включающие большинство сигнальных и регуляторных. Интересно отметить, что малое число специфически регулируемых высокопредставленных белков при силовой тренировке контрастирует с эффектами аэробной тренировки, вызывающей увеличение содержания различных белков митохондрий, ВКМ, шаперонов и т.д. [31, 32].

Предыдущие протеомные исследования, изучавшие эффекты силовых тренировок, выявили изменения экспрессии белков цитоскелета, регуляторов метаболизма аминокислот и углеводов, а также белков ВКМ [4–7], при этом указанные изменения лишь частично пересекаются друг с другом и с нашими результатами. Так, мы показали увеличение содержания некоторых регуляторов метаболизма глюкозы, гликогена и митохондриальных белков, снижение содержания отдельных белков мембраны, антиоксидантной защиты, регуляторов транскрипции и кальциевой сигнализации; разнонаправленные изменения были показаны для белков цитоскелета и ВКМ (см. табл. 1 и 2). Установленное нами изменение экспрессии ряда белков может быть тесно связано с адаптацией скелетной мышцы к регулярным силовым тренировкам, а именно к действию механического и метаболического стресса на мышечное волокно. Так, увеличение содержания виментина (VIM), десмина (DES) и моезина (MSN) играет важную роль в стабилизации цитоскелета, соединении миофибрилл, в частности актина, с базальной мембраной и между собой, а также в регуляции мембранного транспорта. Помимо этого, мы выявили снижение содержания белка тяжёлой цепи миозина MYH1 (экспрессирующегося в волокнах типа IIx), что характерно для адаптации к регулярным силовым нагрузкам [33–35], а также экспрессии ряда других саркомерных белков и их регуляторов (MYLK2, MYL5, MYBPC1, TPM2). Разнонаправленное изменение экспрессии митохондриальных ферментов и транспортеров (повышение: SLC25A3, IDH3B, FIS1, MP68, FH и снижение: MT-ND1, ALDH2, FECH, TST, IVD) и увеличение экспрессии регуляторов метаболизма углеводов и жиров (ANXA1, FABP4, PHKB, UGP2) согласуется с тем, что силовая тренировка может модулировать биогенез митохондрий скелетных мышц, особенно у нетренированных людей [36, 37]. При этом увеличение содержания позитивных (S100A13, CSRP3) и снижение — негативных регуляторов клеточного роста и дифференцировки (PPP2R2A, HHATL, RNPEP, AAMDC, UBE2N, APOBEC2) может быть связано с активацией сателлитных клеток, вызванной повреждением мышечных волокон.

Изменение транскриптома после 12-недельной тренировки и специфический ответ генов на сократительную активность

Гены, изменившие экспрессию после 12-недельной тренировки, были ассоциированы с внеклеточными белками, включая белки ВКМ. Это согласуется с результатами других исследователей, изучавших эффекты различных силовых тренировок [8–14]. Традиционный подход для оценки ответа генов на однократную нагрузку — сопоставление экспрессии генов в работающей мышце после нагрузки относительно исходного уровня (до нагрузки). Нужно отметить, что в этом случае изменения в экспрессии генов могут быть вызваны не только сократительной активностью, но и системными факторами [10, 14, 20]. Эти рассуждения подтверждаются тем, что в нашем исследовании в ненагружаемой мышце после нагрузки обнаружено изменение экспрессии около сотни генов в каждой временнóй точке (см. рис. 3, b). Более того, наборы генов, специфических для сократительной активности (сопоставление нагружаемой и ненагружаемой мышцы), сильно отличались от наборов генов, изменивших экспрессию в нагружаемой мышце относительно исходного уровня: пересечение составило 54 и 15% через 8 и 24 ч после однократной нагрузки (см. рис. 3, d). Такие различия согласуются с результатами работы, изучавшей ответ генов на однократное аэробное упражнение [20], и подчёркивают важность используемого нами методического подхода по поиску генов, специфических для сократительной активности.

Специфический ответ генов на однократное силовое упражнение в нашей работе был меньше, чем в других работах. По-видимому, это связано с тем, что в исследовании [21] специфический ответ генов m. vastus lateralis на однократную силовую нагрузку изучали у нетренированных добровольцев, тогда как в нашем исследовании — после 12-недельной тренировки: 704 гена на 6 ч и 1479 генов на 18 ч в исследовании [21] vs. 433 гена на 8 ч и 639 генов на 24 ч в нашей работе. Несмотря на достаточно большое количество генов, изменивших экспрессию после 12-недельной тренировки (>200), и генов, специфических для сократительной активности (>600) (см. рис. 3, c), мы нашли только несколько обогащённых функциональных категорий, связанных с ВКМ, внеклеточными и саркомерными белками и кальциевой сигнализацией, в отличие от другого исследования со сходным дизайном [10]. Это может объясняться тем, что в работе [10] изучали влияние унилатеральной силовой тренировки (а не билатеральной, как в нашей работе) на мышцы рук (m. biceps brahii), которые значительно отличаются по мышечной композиции и метаболическому обеспечению мышечной работы от m. vastus lateralis. Интересно, что исследование, сходное по дизайну с нашей работой и изучавшее изменение транскриптома m. vastus lateralis после 8-недельной аэробной тренировки и однократной аэробной нагрузки, обнаружило множество различных функциональных категорий, ассоциированных с ответом генов [20]. Сопоставление этих данных с нашим исследованием косвенно показывает, что регуляция на уровне транскрипции играет менее значимую роль при адаптации скелетной мышцы к регулярным силовым нагрузкам, чем к регулярным аэробным нагрузкам.

Сопоставление изменений протеома и транскриптома в результате длительной силовой тренировки

Изменение содержания белка в ткани, вызванное регулярно предъявляемыми стимулами (например, физическими упражнениями), может регулироваться на уровне транскрипции за счёт базального изменения экспрессии генов и/или за счёт транзиторного изменения экспрессии после каждого упражнения. Мы сопоставили изменения протеома после 12-недельной тренировки с изменениями экспрессии соответствующих мРНК после тренировки, а также через 8 и 24 ч после однократной нагрузки. Обнаружено, что изменения содержания лишь единичных белков (5–9 из 107) коррелируют с изменением экспрессии их мРНК (см. рис. 4). Такой результат может объясняться тем, что: 1) изменение содержания белков, вызванное силовой тренировкой, регулируется преимущественно на посттранскрипционном уровне (синтез/деградация белка); 2) нами детектирована только часть протеома (1174 белка из ~10 000 белков, экспрессируемых в тканях человека [38]), состоящая в основном из высокопредставленных белков. Результаты клеточных исследований, изучавших механизмы регуляции содержания различных белков [39, 40], позволяют предположить, что изменение содержания низкопредставленных белков в скелетной мышце более тесно регулируется на уровне транскрипции, чем высокопредставленных белков.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Количественный масс-спектрометрический протеомный анализ показал, что 12-недельная силовая тренировка оказала слабое влияние на относительное содержание высокопредставленных белков (белки саркомеров, митохондрий, мембраны, внеклеточного матрикса и др.) в m. vastus lateralis у человека. Это означает, что выраженный прирост мышечной массы, вызванный тренировкой, по-видимому, объясняется одинаковым увеличением/снижением скорости синтеза/деградации детектированных нами белков. Сопоставление протеомных данных с изменениями экспрессии соответствующих мРНК после 12-недельной тренировки, а также через 8 и 24 ч после однократной нагрузки (ответ генов, специфический для сократительной активности) показало, что изменение содержания белков, вызванное силовой тренировкой, регулируется преимущественно на посттранскрипционном уровне (синтез/деградация белка).

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Приложение 1. Протеом и обогащение. Лист 1 — общие изменения протеома в результате 12-недельной силовой тренировки; лист 2 —– функциональное обогащение белками, увеличившими содержание; лист 3 — функциональное обогащение белками, снизившими содержание. doi: 10.17816/gc624325-4186053

Приложение 2. Транскриптом. Лист 1 — изменения транскриптома в результате 12-недельной силовой тренировки; лист 2 — изменения транскриптома после однократного силового упражнения в работавшей мышце через 8 ч; лист 3 — изменения транскриптома после однократного силового упражнения в работавшей мышце через 24 ч; лист 4 — изменения транскриптома после однократного силового упражнения в неработавшей мышце через 8 ч; лист 5 — изменения транскриптома после однократного силового упражнения в неработавшей мышце через 24 ч; лист 6 — сопоставление изменений транскриптома в работавшей и неработавшей мышце через 8 ч после однократного силового упражнения; лист 7 — сопоставление изменений транскриптома в работавшей и неработавшей мышце через 24 ч после однократного силового упражнения. doi: 10.17816/gc624325-4186055

Приложение 3. Обогащение транскриптома. Лист 1 — функциональное обогащение терминов в результате 12-недельной силовой тренировки; лист 2 — функциональное обогащение терминов через 8 ч после однократного силового упражнения в работавшей мышце; лист 3 — функциональное обогащение терминов через 24 ч после однократного силового упражнения в работавшей мышце; лист 4 — функциональное обогащение терминов через 8 ч после однократного силового упражнения в неработавшей мышце; лист 5 — функциональное обогащение терминов через 24 ч после однократного силового упражнения в неработавшей мышце; лист 6 — функциональное обогащение терминов при сопоставлении работавшей и неработавшей мышц через 8 ч после однократного силового упражнения; лист 7 — функциональное обогащение терминов при сопоставлении работавшей и неработавшей мышц через 24 ч после однократного силового упражнения. doi: 10.17816/gc624325-4186056

Благодарности. Авторы выражают свою признательность научному сотруднику Департамента биологии Падуанского университета (Италия) Лысенко Евгению Алексеевичу за помощь в проведении силовых тренировок и тестирования добровольцев. Работа выполнена с использованием оборудования ЦКП «Геномика, протеомика и метаболомика» на базе Федерального научно-клинического центра физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина Федерального медико-биологического агентства России (http://rcpcm.org/?p=2806).

Источник финансирования. Исследование выполнено при финансовой поддержке Российского научного фонда, соглашение № 21-15-00362 «Исследование молекулярно-генетических механизмов морфофункциональных изменений мышечных волокон человека в ходе высокоинтенсивных физических нагрузок».

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Вклад авторов. Е.М. Леднев, Т.Ф. Вепхвадзе — организация и проведение исследования, взятие мышечных биопсий; И.П. Смирнов — подготовка и проведение количественного панорамного масс-спектрометрического анализа; Р.И. Султанов и А.В. Каныгина — биоинформатический анализ данных; А.В. Желанкин, Е.М. Леднев — выполнение лабораторных исследований, Э.В. Генерозов, Д.В. Попов — организация и проведение исследования, обработка данных, написание статьи.

ADDITIONAL INFORMATION

Supplement 1. Proteome and enrichment. Sheet 1 — total result of proteomic analysis; sheet 2 — functional enrichment by up-regulated proteins; sheet 3 — functional enrichment by down-regulated proteins. doi: 10.17816/gc624325-4186053

Supplement 2. Transcriptome. Sheet 1 — transcriptome changes after 12-week strength training; sheet 2 — transcriptome changes after a single strength exercise in the working muscle after 8 h; sheet 3 — transcriptome changes after a single strength exercise in the working muscle after 24 h; sheet 4 — transcriptome changes after a single strength exercise in the non-working muscle after 8 h; sheet 5 — transcriptome changes after a single strength exercise in the non-working muscle after 24 h; sheet 6 — transcriptome comparison in the working vs non-working muscles 8 h after a single strength exercise; sheet 7 — transcriptome comparison changes in the working vs. non-working muscles 24 h after a single strength exercise. doi: 10.17816/gc624325-4186055

Supplement 3. Transcriptome enrichment. Sheet 1 — functional enrichment (FE) of terms as a result of 12 weeks of strength training; sheet 2 — FE of terms 8 h after a single strength exercise in the working muscle; sheet 3 — FE of terms 24 h after a single strength exercise in the working muscle; sheet 4 — FE of terms 8 h after a single strength exercise in the non-working muscle; sheet 5 — FE of terms 24 h after a single strength exercise in the non-working muscle; sheet 6 — FE of terms when comparing the working and non-working muscles after 8 h after a single strength exercise; sheet 7 — FE of terms when comparing the working and not working muscles 24 h after a single strength exercise. doi: 10.17816/gc624325-4186056

Acknowledgements. We thank Evgeny A. Lysenko (research fellow, Dipartimento di Biologia, Università degli studi Padova, Italy) for assistance in conducting resistance training and testing volunteers. This work was performed using the core facilities of the Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine Federal Medical Biological Agency PCM “Genomics, proteomics, metabolomics” (http://rcpcm.org/?p=2806).

Funding source. The work was supported by the Russian Science Foundation, agreement N 21-15-00362 «Study of molecular and genetic mechanisms of morphofunctional changes in human muscle fibers during high-intensity physical training».

Competing interests. The authors declare that they have no competing interests.

Authors' contribution. E.M. Lednev, T.F. Vepkhvadze — organization and conduct of research, taking muscle biopsies; I.P. Smirnov — preparation and conduct of quantitative panoramic mass spectrometric analysis; R.I. Sultanov and A.V. Kanygina — bioinformatics data analysis; A.V. Zhelankin, E.M. Lednev — conducting laboratory research, E.V. Generozov, D.V. Popov — organization and conduct of research, data processing, article drafting.

1 Здесь и далее указаны медиана и межквартильный разброс.

×

About the authors

Egor M. Lednev

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency; Institute of Biomedical Problems of the Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: ledhauz@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-2945-575X
SPIN-code: 5096-2065
Russian Federation, Moscow; Moscow

Tatiana F. Vepkhvadze

Institute of Biomedical Problems of the Russian Academy of Sciences

Email: anegina13@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-7352-8469
SPIN-code: 1411-7760

Cand. Sci. (Biology)

Russian Federation, Moscow

Igor P. Smirnov

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency

Email: smirnov_i@hotmail.com
ORCID iD: 0000-0003-0402-3392
SPIN-code: 8692-6842

Cand. Sci. (Chemistry)

Russian Federation, Moscow

Rinat I. Sultanov

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency

Email: rhenium112@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-3918-708X
SPIN-code: 2295-5337

Cand. Sci. (Biology)

Russian Federation, Moscow

Andrey V. Zhelankin

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency

Email: zhelankin.andrey@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-3014-2005
SPIN-code: 7216-1306

Cand. Sci. (Biology)

Russian Federation, Moscow

Alexandra V. Kanygina

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency

Email: littlemouse91@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-4993-9492
SPIN-code: 1100-0839
Russian Federation, Moscow

Daniil V. Popov

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency; Institute of Biomedical Problems of the Russian Academy of Sciences

Email: danil-popov@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-3981-244X
SPIN-code: 3148-2905

Dr. Sci. (Biology), Professor of the Russian Academy of Sciences

Russian Federation, Moscow; Moscow

Edward V. Generozov

Institute of Biomedical Problems of the Russian Academy of Sciences

Email: generozov@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-6314-4883
SPIN-code: 9986-7842

Dr. Sci. (Biology), Associate Professor

Russian Federation, Moscow

References

  1. Vinogradova OL, Popov DV, Netreba AI, et al. Optimization of training: development of a new partial load mode of strength training. Fiziologiya Cheloveka. 2013;39(5):71–85. EDN: RBUREZ doi: 10.7868/s0131164613050172
  2. Solsona R, Pavlin L, Bernardi H, Sanchez AMJ. Molecular regulation of skeletal muscle growth and organelle biosynthesis: practical recommendations for exercise training. Int J Mol Sci. 2021;22(5):2741. doi: 10.3390/ijms22052741
  3. Mesquita PHC, Vann CG, Phillips SM, et al. Skeletal muscle ribosome and mitochondrial biogenesis in response to different exercise training modalities. Front Physiol. 2021;12:725866. doi: 10.3389/fphys.2021.725866
  4. Deane CS, Phillips BE, Willis CRG, et al. Proteomic features of skeletal muscle adaptation to resistance exercise training as a function of age. Geroscience. 2023;45(3):1271–1287. doi: 10.1007/s11357-022-00658-5
  5. Haun CT, Vann CG, Osburn SC, et al. Muscle fiber hypertrophy in response to 6 weeks of high-volume resistance training in trained young men is largely attributed to sarcoplasmic hypertrophy. PLoS One. 2019;14(6):e0215267. doi: 10.1371/journal.pone.0215267
  6. Petriz BA, Gomes CPC, Almeida JA, et al. The effects of acute and chronic exercise on skeletal muscle proteome. J Cell Physiol. 2017;232(2):257–269. doi: 10.1002/jcp.25477
  7. Oertzen-Hagemann V, Kirmse M, Eggers B, et al. Effects of 12 weeks of hypertrophy resistance exercise training combined with collagen peptide supplementation on the skeletal muscle proteome in recreationally active men. Nutrients. 2019;11(5):1072. doi: 10.3390/nu11051072
  8. Lundberg TR, Fernandez-Gonzalo R, Gustafsson T, Tesch PA. Aerobic exercise does not compromise muscle hypertrophy response to short-term resistance training. J Appl Physiol (1985). 2013;114(1):81–89. doi: 10.1152/japplphysiol.01013.2012
  9. Damas F, Ugrinowitsch C, Libardi CA, et al. Resistance training in young men induces muscle transcriptome-wide changes associated with muscle structure and metabolism refining the response to exercise-induced stress. Eur J Appl Physiol. 2018;118(12):2607–2616. doi: 10.1007/s00421-018-3984-y
  10. Liu D, Sartor MA, Nader GA, et al. Skeletal muscle gene expression in response to resistance exercise: sex specific regulation. BMC Genomics. 2010;11:659. doi: 10.1186/1471-2164-11-659
  11. Nascimento EBM, Hangelbroek RWJ, Hooiveld GJEJ, et al. Comparative transcriptome analysis of human skeletal muscle in response to cold acclimation and exercise training in human volunteers. BMC Med Genomics. 2020;13(1):124. doi: 10.1186/s12920-020-00784-z
  12. Stepto NK, Coffey VG, Carey AL, et al. Global gene expression in skeletal muscle from well-trained strength and endurance athletes. Med Sci Sports Exerc. 2009;41(3):546–565. doi: 10.1249/MSS.0b013e31818c6be9
  13. Raue U, Trappe TA, Estrem ST, et al. Transcriptome signature of resistance exercise adaptations: mixed muscle and fiber type specific profiles in young and old adults. J Appl Physiol (1985). 2012;112(10):1625–1636. doi: 10.1152/japplphysiol.00435.2011
  14. Gordon PM, Liu D, Sartor MA, et al. Resistance exercise training influences skeletal muscle immune activation: a microarray analysis. J Appl Physiol (1985). 2012;112(3):443–453. doi: 10.1152/japplphysiol.00860.2011
  15. Dickinson JM, D’Lugos AC, Naymik MA, et al. Transcriptome response of human skeletal muscle to divergent exercise stimuli. J Appl Physiol (1985). 2018;124(6):1529–1540. doi: 10.1152/japplphysiol.00014.2018
  16. Catoire M, Mensink M, Boekschoten MV, et al. Pronounced effects of acute endurance exercise on gene expression in resting and exercising human skeletal muscle. PLoS One. 2012;7(11):e51066. doi: 10.1371/journal.pone.0051066
  17. Schroder EA, Harfmann BD, Zhang X, et al. Intrinsic muscle clock is necessary for musculoskeletal health. J Physiol. 2015;593(24):5387–5404. doi: 10.1113/JP271436
  18. McCarthy JJ, Andrews JL, McDearmon EL, et al. Identification of the circadian transcriptome in adult mouse skeletal muscle. Physiol Genomics. 2007;31(1):86–95. doi: 10.1152/physiolgenomics.00066.2007
  19. Miller BH, McDearmon EL, Panda S, et al. Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation. Proc Natl Acad Sci U S A. 2007;104(9):3342–3347. doi: 10.1073/pnas.0611724104
  20. Popov DV, Makhnovskii PA, Shagimardanova EI, et al. Contractile activity-specific transcriptome response to acute endurance exercise and training in human skeletal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2019;316(4):E605–E614. doi: 10.1152/ajpendo.00449.2018
  21. Zambon AC, McDearmon EL, Salomonis N, et al. Time- and exercise-dependent gene regulation in human skeletal muscle. Genome Biol. 2003;4(10):R61. doi: 10.1186/gb-2003-4-10-r61
  22. Schoenfeld BJ, Grgic J, Ogborn D, Krieger JW. Strength and hypertrophy adaptations between low- vs. high-load resistance training: a systematic review and meta-analysis. J Strength Cond Res. 2017;31(12):3508–3523. doi: 10.1519/JSC.0000000000002200
  23. Krieger JW. Single vs. multiple sets of resistance. J Strength Cond Res. 2010;24(4):1150–1159. doi: 10.1519/JSC.0b013e3181d4d436
  24. Schoenfeld BJ, Ogborn D, Krieger JW. Effects of resistance training frequency on measures of muscle hypertrophy: a systematic review and meta-analysis. Sports Med. 2016;46(11):1689–1697. doi: 10.1007/s40279-016-0543-8
  25. Shanely RA, Zwetsloot KA, Travis Triplett N, et al. Human skeletal muscle biopsy procedures using the modified Bergström technique. J Vis Exp. 2014;91:С.51812. doi: 10.3791/51812
  26. Wiśniewski JR. Quantitative evaluation of Filter aided sample preparation (FASP) and Multienzyme digestion FASP protocols. Anal Chem. 2016;88(10):5438–5443. doi: 10.1021/acs.analchem.6b00859
  27. Yu SH, Kyriakidou P, Cox J. Isobaric matching between runs and novel PSM-level normalization in maxquant strongly improve reporter ion-based quantification. J Proteome Res. 2020;19(10):3945–3954. doi: 10.1021/acs.jproteome.0c00209
  28. Popov DV, Makhnovskii PA, Zgoda VG, et al. Rapid changes in transcriptomic profile and mitochondrial function in human soleus muscle after 3-day dry immersion. J Appl Physiol (1985). 2023;134(5):1256–1264. doi: 10.1152/japplphysiol.00048.2023
  29. Campos GE, Luecke TJ, Wendeln HK, et al. Muscular adaptations in response to three different resistance-training regimens: specificity of repetition maximum training zones. Eur J Appl Physiol. 2002;88(1-2):50–60. doi: 10.1007/s00421-002-0681-6
  30. Douglas J, Pearson S, Ross A, McGuigan M. Chronic adaptations to eccentric training: a systematic review. Sports Med. 2017;47(5):917–941. doi: 10.1007/s40279-016-0628-4
  31. Schild M, Ruhs A, Beiter T, et al. Basal and exercise induced label-free quantitative protein profiling of m. vastus lateralis in trained and untrained individuals. J Proteomics. 2015;122:119–132. doi: 10.1016/j.jprot.2015.03.028
  32. Makhnovskii PA, Zgoda VG, Bokov RO, et al. Regulation of proteins in human skeletal muscle: the role of transcription. Sci Rep. 2020;10(1):3514. doi: 10.1038/s41598-020-60578-2
  33. Methenitis S, Spengos K, Zaras N, et al. Fiber type composition and rate of force development in endurance- and resistance-trained individuals. J Strength Cond Res. 2019;33(9):2388–2397. doi: 10.1519/JSC.0000000000002150
  34. Pareja-Blanco F, Rodríguez-Rosell D, Sánchez-Medina L, et al. Effects of velocity loss during resistance training on athletic performance, strength gains and muscle. Scand J Med Sci Sports. 2017;27(7):724–735. doi: 10.1111/sms.12678
  35. Andersen JL, Aagaard P. Myosin heavy chain IIx overshoot in human skeletal muscle. Muscle Nerve. 2000;23(7):1095–1104. doi: 10.1002/1097-4598(200007)23:7<1095::aid-mus13>3.0.co;2-o
  36. Zhao YC, Wu YY. Resistance training improves hypertrophic and mitochondrial adaptation in skeletal muscle. Int J Sports Med. 2023;44(9):625–633. doi: 10.1055/a-2059-9175
  37. Parry HA, Roberts MD, Kavazis AN. Human skeletal muscle mitochondrial adaptations following resistance exercise training. Int J Sports Med. 2020;41(6):349–359. doi: 10.1055/a-1121-7851
  38. Wang D, Eraslan B, Wieland T, et al. A deep proteome and transcriptome abundance atlas of 29 healthy human tissues. Mol Syst Biol. 2019;15(2):e8503. doi: 10.15252/msb.20188503
  39. Schwanhäusser B, Busse D, Li N, et al. Global quantification of mammalian gene expression control. Nature. 2011;473(7347):337–342. Corrected and republished from: Nature. 2013;495(7439):126–127. doi: 10.1038/nature10098
  40. Jovanovic M, Rooney MS, Mertins P, et al. Immunogenetics. Dynamic profiling of the protein life cycle in response to pathogens. Science. 2015;347(6226):1259038. doi: 10.1126/science.1259038

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Supplement 1
Download (202KB)
Indexing metadata
3. Supplement 2
Download (8MB)
Indexing metadata
4. Supplement 3
Download (91KB)
Indexing metadata
5. Fig. 1. Study design. МПС — maximum voluntary contraction

Download (412KB)
Indexing metadata
6. Fig. 2. The effects of resistance training on muscle strength and size: resistance training increased: a — the maximum voluntary contraction (MVC) of the extensor muscles of legs; b — the m. quadriceps femoris volume; c — cross-sectional area (ППС) of «fast» type 2 fibers; e — minimal Feret diameter of «fast» type 2 and f — «slow» type 1 fibers; resistance training did not change: d — ППС of «slow» type 1 fibers; m. vastus lateralis phenotype (g, i, h, j); ** difference from initial level, p < 0.01

Download (706KB)
Indexing metadata
7. Fig. 3. The number of genes that changed expression (relative to the initial level) after an acute resistance exercise in loaded muscle (a) and unloaded muscle of the contralateral leg (b); the number of genes associated with contractile activity in the muscle of the loaded leg (relative to the unloaded leg) after the acute resistance exercise (c); intersection of these gene sets with genes that changed expression in exercised muscle relative to the initial level (d). ДЭГ — differentially expressed genes

Download (939KB)
Indexing metadata
8. Fig. 4. Comparison of changes in protein with corresponding mRNA changes in basal state: a — after 12 weeks of strength training; b — 8 h after acute resistance exercise; c — 24 h after acute resistance exercise. N.S. — not significant change

Download (817KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Eco-Vector

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: 

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies