CURRENT APPROACHES TO THE GENETIC MODIFICATION OF MESENCHYMAL STROMAL CELLS TO INCREASE THEIR THERAPEUTIC EFFICACY

  • Authors: Gribkova O.1, Limareva L.2, Iliasov P.2, Grischuk Y.2
  • Affiliations:
    1. Scientific and educational professional center of genetic and laboratory technologies, Samara State Medical University, Samara, Russia
    2. Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России
  • Section: Reviews
  • URL: https://genescells.ru/2313-1829/article/view/352500
  • DOI: https://doi.org/10.23868/gc352500
  • ID: 352500

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription or Fee Access

Abstract

One of the extensively developing innovative approaches to the treatment of socially significant diseases is the use of cell technologies based on the transplantation and co-transplantation of mesenchymal stromal cells (MSCs) or on the use of their secretome components. The interest in these cell therapies is driven by the low immunogenicity of MSCs, relative simplicity of the cell isolation and handling, a wide range of therapeutic effects and proven efficacy of reparative and immunosuppressive action thereof. By now, more than 2,000 clinical trials on the use of MSCs or their products in various pathological conditions have been completed, with more than 200 in the last five years. Both the immunosuppressive and the regenerative effects of MSCs are mediated to a great extent by their secretome which includes chemokines, growth factors, non-coding RNAs, and other active molecules. At the same time, the degree and character of MSCs’ effects depend not only on the microenvironment or body state, but also on the characteristics of MSCs themselves, including the genetic determinants governing levels of synthesis of bioactive molecules. In this review, we consider options of genetic modification of MSCs in order to increase their therapeutic efficacy.

Full Text

Введение

Известно, что мезенхимальные стромальные клетки (МСК) оказывают широкий спектр воздействий на окружающие клетки и ткани, включая регенеративные, иммуносупрессивные и иммуномодулирующие эффекты, что подтверждено в многочисленных экспериментальных работах и в ходе клинических исследований [1-6]. Показано, что МСК стимулируют и ускоряют регенерацию поврежденных тканей, восполняя клеточный состав за счет собственной пролиферации и дифференцировки, а также изменения генетической и метаболической активности поврежденных клеток посредством секреции цитокинов, хемокинов и некодирующих регуляторных РНК непосредственно в физиологические жидкости или в составе экзосом [7-9]. Источником МСК могут служить многие ткани, в том числе утилизируемые в ходе медицинских вмешательств жировая ткань, пуповинная кровь, плацента, молочные зубы и др. [1, 3, 10]. Стоит отметить, что в различных публикациях описывают как «мезенхимальные стромальные клетки», так и «мезенхимальные стволовые клетки», эти понятия часто подменяют друг другом, что создает проблемы для сравнения результатов исследований, посвященных изучению терапевтического потенциала данных клеток. В настоящее время принято считать, что мезенхимальные стволовые клетки не эквивалентны мезенхимальным стромальным клеткам и представляют собой популяцию стволовых клеток с очевидной функциональностью клеток-предшественников, способных к самообновлению и дифференцировке, тогда как мезенхимальные стромальные клетки относятся к обширной популяции клеток с выраженными секреторными [9], иммуномодулирующими свойствами [11] и способностями к направленной миграции в место повреждения [12]. Поэтому для стандартизации подходов к применению клеточных культур и их продуктов, для избежания разночтений в результатах Комитет Международного общества клеточной и генной терапии в 2019 году внёс уточнения в номенклатуру МСК, определив для них минимальные критерии: адгезия к пластику, экспрессия CD73, CD90 и CD105, отсутствие экспрессии гемопоэтических и эндотелиальных маркеров CD11b, CD14, CD19, CD34, CD45, CD79a и HLA-DR и способность к дифференцировке in vitro в адипоциты, хондроциты и остеоциты [13].

На пути широкого применения МСК в качестве биомедицинского продукта для клинической практики стоят определенные биологические, технологические, методические проблемы [14-17]. Среди биологических барьеров одними из самых важных являются: проблема направленной миграции (хоуминга) в место повреждения в организме, низкая выживаемость и приживление трансплантированных клеток, недостаточно высокая терапевтическая эффективность, ограниченная способность МСК к дифференцировке в конкретные зрелые клетки, гетерогенность МСК и др. Для их преодоления разрабатывают различные стратегии, такие как предварительное кондиционирование [18, 19] или метаболическое перепрограммирование клеток [20, 21], модификация клеточной мембраны [22], 3D-культивирование [23, 24] и др. Благодаря развитию генетических технологий и разработке инструментов генетического редактирования повышенный интерес представляет подход, основанный на генетической модификации МСК, направленной на усиление их пролиферативной активности и терапевтического потенциала [25, 26], что подтверждается нарастающим числом соответствующих публикаций в международных базах научной литературы. Так, в электронном архиве биомедицинских исследований PubMed Central за последние десять лет (c 2012 по 2022 гг.) количество публикаций с учетом ключевых слов «mesenchymal stromal/stem cells» и «gene modification» выросло в 16 раз. Под генетической модификацией подразумевается изменение экспрессии имеющихся генов либо внедрение новых генов, изменяющих свойства и функции клеток. Немаловажен тот факт, что МСК обладают потенциалом продуцировать клетки-потомки, содержащие трансген, и после трансплантации [27]. Обычно генетическую модификацию проводят с использованием различных средств доставки нуклеиновых кислот (векторов). Наиболее распространенными и эффективными системами для генетической модификации клеток-мишеней являются вирусные векторы вследствие естественной способности инфицировать клетки, обходить различные клеточные барьеры и доставлять генетический материал в ядро клетки-хозяина. Вместе с тем, невирусные векторы могут доставлять большие объемы генетического материала в клетки, обладают пониженной иммунотоксичностью и высокой технологичностью производства, а также повышенной биологической безопасностью [28]. На данный момент продолжаются поиски универсальных векторных систем, лишенных недостатков и ограничений, выявленных для имеющихся средств генного редактирования [29, 30].

На сегодняшний момент генетическая модификация МСК направлена на усиление следующих терапевтических свойств: 1) способности к направленной миграции в поврежденную ткань или клетки-мишени [31-33]; 2) выживаемости и способности к пролиферации и антиапоптозу после трансплантации [34, 35]; 3) выработки необходимых для лечения заболеваний цитокинов, хемокинов, факторов роста и т.д. [36, 37]; 4) потенциала к трансдифференцировке [38]. Поэтому объектами редактирования должны являться гены, отвечающие за реализацию перечисленных свойств и функций.

 

Улучшение способности МСК к адресной доставке и направленной миграции в поврежденную ткань или клетки-мишени (хоумингу)

Большая часть вводимых в кровеносное русло МСК оседают в легких и печени, что ограничивает их терапевтический эффект на поврежденные ткани [39, 40]. Одним из перспективных подходов к усилению регенеративного потенциала МСК является их генетическая модификация, направленная на повышение эффективности адресной доставки в поврежденную ткань. Важную роль в направленной миграции МСК в ткани-мишени играют хемокины, а также процессы адгезии к поврежденным клеткам. В связи с этим эффективность адресной доставки МСК зависит от наличия и выраженности экспрессии хемокиновых рецепторов и активных изоформ рецепторов адгезии на их поверхности.

Chou K.J. и соавт. для улучшения адресной доставки МСК в ишемизированные почки мышей предложили следующую генетическую модификацию: преобразование нативного рецептора адгезии CD44 на МСК в изоформу с высоким сродством к E-/L-селектину (HCELL) путем трансфекции фукозилтрансферазы VI. Модифицированные HCELL+ клетки приобретали способность взаимодействовать с E-селектином на поврежденных эндотелиальных клетках, что облегчало хоуминг МСК в почки животных в течение 24 часов после повреждения [31].

Другой подход к усилению хоуминг-эффекта – генетическая модификация клеток путем лентивирус-опосредованного введения дополнительных генов хемокинового рецептора CXCR4, повышающая его экспрессию на МСК [32]. CXCR4 является хемокиновым рецептором клеточной поверхности всех типов стволовых клеток и играет ключевую роль в регуляции направленной миграции, взаимодействуя со стромальным фактором SDF-1 (CXCL12), экспрессия которого повышается на клетках воспаленных тканей [41]. При этом экспрессия CXCR4 на МСК снижается при культивировании ex vivo, что затрудняет направленную миграцию культивированных клеток. Авторы, повысив экспрессию CXCR4 на МСК крыс, добились усиления миграции этих клеток в воспаленный кишечник при экспериментальном колите, а одновременное повышение экспрессии гена интерлейкина-35 дополнительно способствовало снижению выраженности воспаления в кишечнике.

Для усиления хоуминга МСК ряд исследователей предложили идею изменения компонентов сигнальных путей, отвечающих за регуляцию миграции клеток и их инвазивный рост. Таких сигнальных путей достаточно много, что открывает широкий выбор объектов для воздействия. Так, Wang К. и соавт. (2017) для повышения миграционной способности МСК крыс в модели острой печеночной недостаточности предложили генетическую модификацию клеток, приводящую к сверхэкспрессии рецепторной тирозинкиназы c-Met (рецептора фактора роста гепатоцитов). Изучение миграции клеток in vitro показало, что миграционная способность редактированных таким образом МСК значительно увеличилась по сравнению с неизмененными клетками. При этом отмечалось улучшение функции поврежденного органа, повышалась выживаемость животных [42].

Другие группы исследователей [43, 44] модифицировали МСК человека для лечения почечного фиброза в модели на мышах введением гена нейротрофического фактора линии глиальных клеток (GDNF). GDNF является тканевым морфогеном, влияющим на стволовые клетки, усиливая их миграцию и дифференцировку. Генетически измененные МСК оказывали положительное воздействие (в виде активной миграции в зону повреждения, ангиогенеза, ремоделирования сосудов, защиты эндотелиальных клеток от апоптоза, уменьшения фиброза почки) через активацию сигнального пути PI3K/Akt (фосфоинозитид-3-киназы/серин/треонинпротеинкиназы).

Song L. и соавт. (2020) в своей работе усиливали способность к миграции аллогенных МСК костного мозга человека in vitro, активируя сигнальный путь интегрина αvβ3/FAK/ERK путем добавления к клеткам культуральной среды от МСК, модифицированных геном цитотоксического белка 4, ассоциированного с Т-лимфоцитами (CTLA4) с последующим совместным культивированием МСК со стимулированными фитогемагглютинином мононуклеарными клетками периферической крови. В результате манипуляций в культуральной среде модифицированных МСК повышался уровень содержания периостина (POSTN, также известного как остеобластспецифический фактор OSF-2), представляющего собой белок внеклеточного матрикса и играющего важную роль в клеточной коммуникации за счет регуляции экспрессии металлопротеиназ матрикса через сигнальные пути альфа-V/бета-3- и альфа-V/бета-5-интегринов, способствующие адгезии и миграции эпителиальных клеток [45].

Li X. и соавт. (2017) изучали влияние на миграцию МСК гиперэкспрессии малой некодирующей микроРНК miR-9-5р. Известно, что эта высококонсервативная малая некодирующая микроРНК играет ключевую роль в развитии центральной нервной системы, в дифференцировке и миграции нейральных клеток-предшественников, а также в миграции различных раковых клеток, оказывая влияние на ряд сигнальных путей. Продемонстрировано, что сверхэкспрессия miR-9-5р после трансфекции МСК имитаторами miR-9-5р способствовала их миграции in vitro через активацию сигнального пути β-катенина [46].

Описанные исследования позволяют предположить, что генетическая модификация МСК, вызывающая сверхэкспрессию рецепторов адгезии, хемокиновых рецепторов, мембранных компонентов сигнальных каскадов, способствует миграции МСК в поврежденные ткани, повышая терапевтический эффект клеточной терапии.

 

Усиление выживаемости, способности к пролиферации и антиапоптозу МСК после трансплантации

К числу серьезных преград на пути к применению МСК в клинической практике относятся низкая выживаемость и приживление трансплантированных клеток. Апоптоз приводит к резкому снижению сохранения и выживания МСК после введения их в организм.

Проводятся разнообразные исследования по редактированию генов, кодирующих факторы, повышающие выживаемость МСК в неблагоприятном микроокружении. Так, например, известно, что фактор стромальных клеток 1 альфа (SDF-1α), также известный как хемокин 12 с CXC-мотивом (CXCL12), проявляет свойства хемоаттрактанта, может стимулировать пролиферацию клеток и способствовать их выживанию. В ряде работ продемонстрировано, что гиперэкспрессия гена SDF-1α подавляет апоптоз редактированных МСК при различных концентрациях глюкозы (5 мМ, 25 мМ) в присутствии или в отсутствие H2O2 [47-49], при этом введение модифицированных МСК приводило к значительному улучшению сократительной функции миоцитов и улучшению кровоснабжения в ишемизированном миокарде крыс. Zhang M. и соавт. (2007) продемонстрировали, что введение МСК с гиперэкспрессией гена SDF-1 приводит  увеличению выживаемости миоцитов при остром инфаркте миокарда в связи с повышением уровня фосфорилирования серин/треонинпротеинкиназы Akt (протеинкиназы B), которая опосредует в клетках сигнальные пути основных ростовых факторов и активирует вовлеченные в них белки-регуляторы пролиферации, апоптоза и клеточной подвижности (NF-κB, mTOR и др.) [50]. Wang Y. и соавторы (2016) в эксперименте на кроликах с ишемией сердца продемонстрировали, что введение животным МСК, трансфицированных геном Akt с целью сверхэкспрессии этого фермента, уменьшало повреждение миокарда. Положительный эффект достигался за счет секреции модифицированными клетками фактора роста эндотелия сосудов VEGF и регулятора апоптоза Bcl-2, которые стимулируют неоангиогенез и подавляют апоптоз в кардиомиоцитах кроликов [51].

McGinley L. и соавторы (2013) для повышения выживаемости трансдуцировали МСК крыс геном белка теплового шока HSP27 человека, защищающего клетки от стрессовых воздействий. Сверхэкспрессия Hsp27 приводила к увеличению выживаемости МСК в условиях гипоксии и ингибирования гликолиза, значительно снижала количество клеток с апоптотическими ядрами и активность каспазы-3 по сравнению с контролем через 72 часа гипоксических условий in vitro. Чтобы подтвердить защитный эффект Hsp27 в условиях in vivo, животным после воспроизведения инфаркта миокарда вводили одинаковое количество измененных и неизмененных МСК. Через 7 и 28 дней после инъекций концентрация МСК в миокарде в группе крыс, которым трансплантировали модифицированные МСК, была выше по сравнению с контрольной группой [34]. В другом исследовании проводили модификацию МСК человека посредством лентивирусной трансдукции гена Gremlin1 (GREM1) – регулятора роста, дифференцировки и развития, проангиогенного фактора [35]. МСК со сверхэкспрессией GREM1 продемонстрировали повышенную выживаемость при воздействии H2O2 in vitro и значительное увеличение перфузии крови в ишемизированной задней конечности in vivo на мышиной модели.

Подобный подход к повышению выживаемости МСК за счет усиления устойчивости к окислительному стрессу применили Zhang F. c соавторами (2021). Они выполнили лентивирусную трансдукцию гена белка 7 болезни Паркинсона (PARK7), который защищает нервные клетки и клетки сетчатки от окислительного стресса. PARK7 отвечает за фосфорилирование регулятора транскрипции Elk1 и экспрессию супероксиддисмутазы и каталазы. В экспериментах in vitro сверхэкспрессия PARK7 в МСК крыс при воздействии H2O2 приводила к значительному снижению уровней активных форм кислорода и малонового диальдегида, защищала мембранный потенциал митохондрий и уменьшала процент клеток, претерпевающих апоптоз [52].

В исследовании группы американских ученых [53] было продемонстрировано, что нокдаун микроРНК miR-195, участвующей в механизмах старения стволовых клеток, приводит к восстановлению пролиферативной способности «стареющих» (сененсцентных) МСК костного мозга возрастных животных (мышей). При трансплантации модифицированных таким образом МСК значительно уменьшался размер экспериментального инфаркта миокарда. Важным фактором, участвующим в сигнальных путях, способствующих пролиферации и выживанию клеток, является фактор ингибирования миграции макрофагов (MIF) [54]. Было доказано, что вызванная генетической модификацией сверхэкспрессия MIF оказывает омолаживающий эффект на МСК пожилых доноров [55]. При введении таких МСК человека крысам с экспериментальным инфарктом миокарда количество клеток в тканях сердца через 28 дней после трансплантации было большим, чем количество неизмененных «стареющих» клеток в группе контроля, и терапевтический эффект, проявляющийся усилением сердечной функции и уменьшением размера рубца в ишемизированном сердце, был выше. Bi S. и соавт. (2020) исследовали, может ли лентивирусная сверхэкспрессия сиртуина 7 (SIRT7) приводить к омоложению репликативно и физиологически стареющих МСК, полученных от 80-летнего человека [56]. Сиртуин 7 представляет собой эволюционно консервативную (НАД +)-зависимую гистондеацетилазу, защищающую целостность генома [57, 58]. Обнаружено, что повышение уровня SIRT7 приводило к снижению процента стареющих β-галактозидаза-позитивных клеток и к увеличению количества пролиферирующих клеток.

Приведенные результаты исследований, направленных на повышение выживаемости и пролиферативной способности МСК, несомненно могут иметь важное значение для повышения эффективности терапии на основе МСК.

 

Усиление выработки МСК факторов, обладающих необходимыми терапевтическими эффектами

Помимо решения проблем, связанных с повышением выживаемости МСК при трансплантации, большое количество исследований посвящено усилению терапевтических свойств клеток путем их генетических модификаций, приводящих к сверхэкспрессии факторов, обуславливающих иммуносупрессивный и/или репаративный эффекты.

В большинстве исследований усиления иммуносупрессивного эффекта МСК достигали сверхэкспрессией противовоспалительных цитокинов. Так, в экспериментах по моделированию язвенного колита на мышах введение МСК с генетической модификацией, приводящей к гиперэкспрессии противовоспалительного интерлейкина-35, уменьшало повреждение слизистой оболочки кишечника за счет подавления местного иммунного ответа [32, 59].

Основываясь на том, что интерлейкин-10 обладает противовоспалительным, иммуномодулирующим, иммуносупрессивным свойствами, группой ученых были сконструированы МСК со сверхэкспрессией интерлейкина-10 [37]. Трансплантация таких таких клеток крысам с воспроизведенной черепно-мозговой травмой приводила к более выраженному улучшению функции мелкой моторики у животных по сравнению c трансплантацией МСК, трансфицированных пустым вектором. Hervás-Salcedo R. и соавт. (2021) для усиления противовоспалительных свойств МСК повышали экспрессию интерлейкина-10 путем трансфекции клеток мРНК гена IL10 [60]. Эксперименты in vivo показали, что измененные МСК вызывали более выраженный противовоспалительный эффект по сравнению с МСК дикого типа при локальном воспалении подушечки лапы у мышей.

Li R. и соавт. (2021) для усиления иммуносупрессивных свойств модифицировали МСК собаки путем трансфекции гена трансформирующего фактора роста (TGF)-β1. При совместном культивировании с Т-лимфоцитами измененные клетки ингибировали пролиферацию Т-лимфоцитов, способствовали образованию Treg-клеток и подавляли дифференцировку клеток Th17 in vitro [61].

Для усиления антиген-специфической иммуносупрессии за счет МСК при подавлении реакции «трансплантат против хозяина» и лечении других аутоиммунных заболеваний в работе [62] были сконструированы МСК человека с химерными антигенными рецепторами к Е-кадгерину, который экспрессируется на эпителиальных клетках реципиента. В экспериментах in vitro и in vivo модифицированные МСК значительно подавляли активность донорских Т-клеток, повышали секрецию противовоспалительных цитокинов по сравнению с контролем, как следствие, увеличивая выживаемость животных при вызванной реакции «трансплантат против хозяина».

Усиление влияния МСК на клетки иммунной системы возможно не только напрямую через сверхэкспрессию противоспалительных или провоспалительных факторов, но и косвенно. МСК, модифицированные геном изоформы супероксиддисмутазы MnSOD, продемонстрировали выраженную иммуномодулирующую способность при остром радиационно-индуцированном повреждении легких у мышей [63]. После системного введения измененных МСК у животных снижались уровни воспалительных цитокинов (интерлейкина-1, интерлейкина-6, интерлейкина-10 и фактора некроза опухолей-α) в плазме крови, уменьшалась потеря клеток легких в результате апоптоза.

Более разнообразные мишени для редактирования генов изучены при попытке усилить регенеративный потенциал МСК. На мышах в модели ишемии задних конечностей Min Y. и соавт. (2018) исследовали изменения ангиогенных эффектов МСК человека после их генетической модификации, приводящей к одновременной сверхэкспрессии хемокинов GCP-2 и SDF-1a [64]. Данные хемокины являются важными регуляторами регенеративных процессов, определяющими дифференцировку и хоуминг стволовых и прогениторных клеток, однако МСК продуцирует эти факторы в незначительном количестве. Введение модифицированных клеток приводило к более выраженному восстановлению перфузии крови и повышению плотности капилляров в очагах ишемии мышц. Кроме того, в поврежденных тканях были заметно повышены уровни экспрессии генов ангиогенных факторов (фактора роста эндотелия сосудов альфа, фактора роста гепатоцитов, эпидермального фактора роста, фактора роста фибробластов 2) по сравнению с контролем. В работе Dergilev K.V. и соавт. (2020) оценивали, как меняются регенеративные свойства МСК жировой ткани при их генетической модификации с помощью трансдукции аденоассоциированным вирусом, несущим ген фактора стволовых клеток (SCF). Выяснилось, что сочетание генетической модификации МСК и их сборки в многослойную конструкцию оказывает пролонгированное плейотропное действие на поврежденное сердце, индуцирует эндогенные регенеративные процессы и улучшает сердечную функцию [65].

Перспективным показал себя подход к модификации МСК, направленный на гиперэкспрессию стресс-лимитирующих белков теплового шока. Так, трансплантация МСК человека с избыточной экспрессией гемоксигеназы-1 (HO-1) заметно улучшала выживаемость мышей с острым повреждением почек, ассоциированным с сепсисом, что сопровождалось снижением сывороточных биохимических маркеров повреждения почек и улучшением целостности почечной ткани. Авторы предполагают, что такой эффект объясняется активацией сигнального пути JAK/STAT3 [36]. Kato Т. и соавт. на кроликах продемонстрировали, что сверхэкспрессия SDF-1 в МСК приводит к усилению способности модифицированных МСК к заживлению ран, несмотря на их обработку дексаметазоном, который существенно снижает репаративный потенциал клеток [66].

В работе Lee R.H. и соавт. (2009) на мышиной модели было продемонстрировано, что введение модифицированных МСК человека с гиперэкспрессией белка гена 6, индуцируемого фактором некроза опухолей (TSG-6), уменьшало размеры инфаркта сердца у животных. TSG-6 проявляет мощные противовоспалительные эффекты, переключая фенотип макрофагов с провоспалительного на противовоспалительный, благодаря чему отмечается ослабление протеолитического повреждения сердца и его последующего рубцевания [67]. В другом исследовании [68] при экспериментальной инфекционной кардиомиопатии сверхэкспрессия гранулоцитарного колониестимулирующего фактора (G-CSF) в модифицированных МСК также усиливала их терапевтические эффекты за счет мобилизации регуляторных Т-клеток (Treg).

Для усиления защитных свойств МСК против ишемического реперфузионного повреждения кишечника предложена модификация клеток путем лентивирусной трансдукции геном противовоспалительного цитокина - интерлейкина-37 [69]. Отредактированные клетки демонстрировали более высокую способность мигрировать в ткани кишечника и проявлять больший протективный эффект (снижение повреждения ворсинок и некроза эпителия, ограничение нейтрофильной инфильтрации) по сравнению и обычными МСК и монотерапией интерлейкином-37.

Коллективом российских ученых из НИИ экспериментальной кардиологии ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр кардиологии» Минздрава России и МГУ им. М.В. Ломоносова был проведен ряд исследований, посвященных созданию генетически модифицированных МСК жировой ткани со сверхэкспрессией фактора роста гепатоцитов (HGF), оценке их регенеративного потенциала, влияния на рост сосудов и восстановление функции нервов после их введения в ишемизированные ткани [70, 71]. Полученные результаты показали, что трансплантация модифицированных клеток ведет к более эффективному восстановлению ишемизированной конечности животных, включая восстановление кровоснабжения, васкуляризации и иннервации, уменьшение размера некроза мышц и последующего фиброза, чем при трансплантации неизмененных МСК.

Исследование Hossain M.M. и соавт. было направлено на разработку генетически модифицированных МСК, секретирующих адипонектин. После модификации МСК стабильно выделяли данный гормон в культуральную среду через 2, 4, 7, 14, 21 и 28 дней после трансфекции, что делает перспективным применение таких клеток для лечения заболеваний, связанных с дефицитом адипонектина [27].

Учитывая способность МСК мигрировать в опухоли подобно тому, как они мигрируют в поврежденные ткани, в том числе и в связи с тем, что опухолевый рост сопровождается воспалительным процессом, активно изучаются возможности генетической модификации клеток, направленной на стимуляцию синтеза и локальной секреции антионкогенных факторов [72-74]. Grisendi G. и соавт. (2015) создали модифицированные МСК для экспрессии лиганда, индуцирующего апоптоз, родственного фактору некроза опухолей (TRAIL) [75]. Этот лиганд вызывает программируемую гибель главным образом злокачественных клеток. После введения измененных МСК в культуры опухолевых клеток и животным с различными гистотипами саркомы отмечали значительное усиление апоптоза во всех тестируемых линиях. В работе [76] сконструировали МСК, которые одновременно экспрессировали интерлейкин-12 (полипотентный активатор клеточного иммунитета с противоопухолевой и антиметастатической активностью) и интерлейкин-21 (усиливающий противоопухолевую активность натуральных киллеров). В экспериментах на животных с перитонеальными солидными опухолями внутрибрюшинное введение данного клеточного продукта приводило к локализации МСК в опухоли и выделению указанных цитокинов, активирующих эндогенный противоопухолевый иммунный ответ.

Другим подходом к усилению терапевтического действия МСК является применение технологий геномной модификации для усиления экспрессии целевых белков и/или микроРНК и подавления экспрессии «нежелательных» молекул с целью усиления терапевтической активности клеточного секретома. Повышенная продукция такими клетками мРНК рекомбинантных белков и/или микроРНК в составе экзосом позволяет оказывать как немедленный терапевтический эффект на поврежденную ткань за счет воздействия белков, так и отсроченный эффект через модификацию работы генетической программы целевых клеток [77, 78]. В работе Басаловой Н.А. и соавт. (2022) с помощью технологии CRISPR/Cas9 была проведена модификация МСК человека для элиминации в них генов микроРНК-21 и микроРНК-29c, связанных с фиброзом тканей [79]. Было показано, что удаление антифибротической микроРНК-29c и профибротической микроРНК-21 значительно снижало способность экзосом, секретируемых отредактированными клетками, подавлять TGFb-индуцированную дифференцировку фибробластов в миофибробласты in vitro.

 

Повышение потенциала МСК к трансдифференцировке

Для повышения потенциала МСК к трансдифференцировке в различных направлениях предлагают использовать разнообразные варианты их перепрограммирования [10, 80]. В частности, для этого с помощью различных векторных систем в МСК переносят один или несколько генов, необходимых для перехода в другую линию клеток и поддержания их функционирования.

В работе Jahnavi S. и соавт. (2022) было проведено перепрограммирование МСК из жировой ткани с целью наделить их способностью эффективно реагировать на гепатогенные сигналы и достигать стабильного функционального состояния гепатоцитов [26]. Для этого МСК модифицировали путем одновременной трансдукции генами первичного фактора транскрипции эндодермы печени FOXA2, гемопоэтически экспрессируемого гомеобоксного белка HHEX и ядерного фактора гепатоцитов 4α (HNF4α), необходимыми для поддержания состояния печени.

В другом исследовании МСК, полученные из жировой ткани, перепрограммировали в островковые β-клетки поджелудочной железы с помощью векторной доставки генов факторов транскрипции Pbx1, Rfx3, Pdx1, Ngn3, Pax4 и MafA [38]. Полученные клетки демонстрировали характеристики обычных островковых β-клеток и низкую иммуногенность in vitro, однако проявляли иммуногенные свойства in vivo. Котрансплантация нередактированнных МСК из жировой ткани при лечении модельных и клинических случаев сахарного диабета у собак устранила это нежелательное явление и позволила достичь необходимых терапевтических эффектов.

Frisch J. и соавт. изучали потенциальное благоприятное действие устойчивой сверхэкспрессии митогенного и проанаболического инсулиноподобного фактора роста I (IGF-I) посредством переноса его гена в клетки на биологическую активность МСК человека и их дальнейшую дифференцировку [81]. Указанная генетическая модификация МСК с помощью вектора на основе рекомбинантного аденоассоциированного вируса приводила не только к стимулированию пролиферативной, биосинтетической активности клеток, но и к индукции хондрогенной дифференциации в течение длительного периода времени (21 день).

Известно, что МСК из пульпы зуба имеют потенциал трансдифференцировки в нейральную стволовую клетку, при этом для эффективного перепрограммирования необходим высокий уровень экспрессии четырех факторов транскрипции: C-MYC, KLF4, SOX2 и OCT4 [82]. В работе Соловьевой В.В. и соавт. (2015) была проведена модификация МСК из зачатка третьего моляра человека («зуба мудрости») сконструированной плазмидой pBud-Sox2-Oct4 для повышения их плюрипотентного потенциала. Это привело к увеличению уровня экспрессии измененными клетками не только факторов транскрипции SOX2 и OCT4, но и регулируемого ими фактора транскрипции NANOG – основного фактора плюрипотентности стволовых клеток что может свидетельствовать о запуске перепрограммирования клеток [10].

Некоторые исследователи изучали эффекты вмешательства в работу сигнальных путей, отвечающих за регуляцию направления дифференцировки клеток. В частности, описаны эксперименты и клинические испытания, в которых оказывали воздействие на сигнальный путь Notch [83-85]. Этот путь является одним из ключевых в межклеточной сигнализации, определяет направления дифференцировки клеток, вовлечен в регуляцию миграции МСК из костного мозга в зоны повреждения, контролирует регенеративные процессы [86, 87]. У млекопитающих в состав сигнального пути Notch входят рецепторы Notch четырёх типов, лиганды этих рецепторов, нижележащие транскрипционные комплексы и мишени. Обнаружено, что экспрессия рецептора Notch1 резко возрастает и в костном мозге, и в миокарде после острого ишемического повреждения [87]. Li Y. и соавт. продемонстрировали в модели инфаркта миокарда на мышах, что передача сигналов Notch1 в МСК из костного мозга имеет решающее значение для восстановления тканей сердца [83]. Инъекция MCК, сверхэкспрессирующих внутриклеточный домен Notch после NICD-аденовирусной трансфекции, приводит к уменьшению размера инфаркта и улучшению сердечной функции у животных за счет дифференцировки введенных клеток в кардиомиоциты. Steinberg G.K. (2018), Yabuno S. (2023) и соавт. исследовали эффекты трансплантации клеточной линии SB623, полученной путем временной трансфекции МСК костного мозга человека плазмидным вектором, кодирующим внутриклеточный домен Notch-1, на восстановление головного мозга после ишемического инсульта [84, 85]. Авторы показали, что введение клеток с повышенной экспрессией домена Notch-1 вызывало эндогенный нейрогенез и ангиогенез в зоне повреждения головного мозга и приводило к улучшению функциональных показателей работы нервной системы в экспериментальных моделях ишемического инсульта у животных и в клинических исследованиях.

Описанные исследования демонстрируют успешность применения генетической модификации МСК с целью запуска процессов дифференцировки клеток в необходимом направлении, сопровождающихся стимулированием пролиферации клеток и усилением регенеративных процессов в конкретных поврежденных тканях.

Заключение

В многочисленных экспериментальных и клинических исследованиях продемонстрированы разнообразные терапевтические свойства мезенхимальных стромальных клеток. Разработаны протоколы получения этих клеток из разных источников, схемы введения в организм. Тем не менее до сих пор существуют ограничения в использовании регенераторного и иммуномодулирующего потенциала МСК в клинической практике, связанные с проблемами адресной миграции в ткани-мишени, относительно низкими выживаемостью in situ и способностью к дифференцировке в зрелые клетки поврежденной ткани, недостаточной выработкой факторов, обладающих терапевтическими эффектами и др. Генетическая модификация МСК, приводящая к гиперэкспрессии молекул адгезии и их рецепторов, хемокиновых рецепторов, мембранных компонентов сигнальных каскадов, регуляторов роста, дифференцировки и развития, проангиогенных факторов, а также подавлению экспрессии «нежелательных» молекул с целью усиления терапевтической активности клеточного секретома, является многообещающей стратегией улучшения их терапевтических эффектов.

×

About the authors

Olga Gribkova

Scientific and educational professional center of genetic and laboratory technologies, Samara State Medical University, Samara, Russia

Author for correspondence.
Email: o.v.gribkova@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0003-2247-1754
SPIN-code: 6215-0400

кандидат биологических наук, старший научный сотрудник лаборатории неинфекционной иммунологии, Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий (НОПЦ ГЛТ) ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Russian Federation

Larisa Limareva

Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Email: l.v.limareva@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0003-4529-5896
SPIN-code: 8741-4433

доктор биологических наук, доцент, заведующий лабораторией неинфекционной иммунологии, Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Russian Federation, 443079 г. Самара, ул. Гагарина, 20

Pavel Iliasov

Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Email: p.v.ilyasov@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0002-1532-0272
SPIN-code: 8018-3913

кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник лаборатории неинфекционной иммунологии, Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Russian Federation, 443079 г. Самара, ул. Гагарина, 20

Yaroslav Grischuk

Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Email: grischukyaroslav@yandex.ru

аспирант, Научно-образовательный профессиональный центр генетических и лабораторных технологий, ФГБОУ ВО "Самарский Государственный медицинский университет" Минздрава России

Russian Federation

References

  1. Golpanian S, Wolf A, Hatzistergos KE, Hare JM. Rebuilding the damaged heart: mesenchymal stem cells, cell-based therapy, and engineered heart tissue. Physiol Rev. 2016;96(3):1127-1168. doi: 10.1152/physrev.00019.2015
  2. Nakajima M, Nito C, Sowa K, et al. Mesenchymal stem cells overexpressing interleukin-10 promote neuroprotection in experimental acute ischemic stroke. Mol Ther Methods Clin Dev. 2017;6:102-111. doi: 10.1016/j.omtm.2017.06.005
  3. Gu J, Huang L, Zhang C, et al. Therapeutic evidence of umbilical cord-derived mesenchymal stem cell transplantation for cerebral palsy: a randomized, controlled trial. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):43. doi: 10.1186/s13287-019-1545-x
  4. Popandopulo АG, Turchyn VV, Solopov МV, Bushe VV. Problems of clinical trials of cell therapy effectiveness today. Sibirskiy nauchnyy meditsinskiy zhurnal = Siberian Scientific Medical Journal. 2021;41(1):16–32. (In Russ). doi: 10.18699/SSMJ20210102
  5. Köhnke R, Ahlers MO, Birkelbach MA, et al. Temporomandibular joint osteoarthritis: regenerative treatment by a stem cell containing advanced therapy medicinal product (ATMP)-an in vivo animal trial. Int J Mol Sci. 2021;22(1):443. doi: 10.3390/ijms22010443
  6. Lynggaard CD, Grønhøj C, Christensen R, et al. Intraglandular off-the-shelf allogeneic mesenchymal stem cell treatment in patients with radiation-induced xerostomia: a safety study (MESRIX-II). Stem Cells Transl Med. 2022;11(5):478-489. doi: 10.1093/stcltm/szac011
  7. Whelan DS, Caplice NM, Clover AJP. Mesenchymal stromal cell derived CCL2 is required for accelerated wound healing. Sci Rep. 2020;10(1):2642. doi: 10.1038/s41598-020-59174-1
  8. Sun H, Pratt RE, Hodgkinson CP, Dzau VJ. Sequential paracrine mechanisms are necessary for the therapeutic benefits of stem cell therapy. Am J Physiol Cell Physiol. 2020;319(6):C1141-C1150. doi: 10.1152/ajpcell.00516.2019
  9. Han Y, Yang J, Fang J, et al. The secretion profile of mesenchymal stem cells and potential applications in treating human diseases. Signal Transduct Target Ther. 2022;7(1):92. doi: 10.1038/s41392-022-00932-0
  10. Solovyeva VV, Blatt NL, Guseva DS, et al. Expression of pluripotency transcription factors in human third molar tooth germ derived multipotent mesenchymal stromal cells transfected by plasmid pBud-Sox2-Oct4. Genes & Cells. 2015;10(2):65-70. (In Russ).
  11. Su J, Chen X, Huang Y, et al. Phylogenetic distinction of iNOS and IDO function in mesenchymal stem cell-mediated immunosuppression in mammalian species. Cell Death Differ. 2014;21(3):388-396. doi: 10.1038/cdd.2013.149
  12. Kallmeyer K, Pepper MS. Homing properties of mesenchymal stromal cells. Expert Opin Biological Ther. 2015;15:477-479. doi: 10.1517/14712598.2015.997204
  13. Viswanathan S, Shi Y, Galipeau J, et al. Mesenchymal stem versus stromal cells: International Society for Cell & Gene Therapy (ISCT) Mesenchymal Stromal Cell committee position statement on nomenclature. Cytotherapy. 2019;21, 1019-1024. doi: 10.1016/j.jcyt.2019.08.002
  14. Lee SH. The advantages and limitations of mesenchymal stem cells in clinical application for treating human diseases. Osteoporos Sarcopenia. 2018;4(4):150. doi: 10.1016/j.afos.2018.11.083
  15. Ratushnyy AYu, Buravkova LB. Cell senescence and mesenchymal stromal cells. Fiziologiya cheloveka. 2020; 46(1):100-110. (In Russ). doi: 10.31857/S0131164620010130
  16. Ivolgin DA, Kudlay DA. Mesenchymal multipotent stromal cells and cancer safety: two sides of the same coin or a doubleedged sword (review of foreign literature). Russian Journal of Pediatric Hematology аnd Oncology. 2021;8(1):64-84. (In Russ). doi: 10.21682/2311-1267-2021-8-1-64-84
  17. Dolgopolov IS, Rykov MYu, Osadchij VV. Regenerative therapy for chronic heart failure: prospects for the use of cellular and acellular technologies. The Russian Archives of Internal Medicine. 2022; 12(4): 293-301. (In Russ). doi: 10.20514/2226-6704-2022-12-4-293-301
  18. Ding Y, Gong P, Jiang J, et al. Mesenchymal stem/stromal cells primed by inflammatory cytokines alleviate psoriasis-like inflammation via the TSG-6-neutrophil axis. Cell Death Dis. 2022;13(11):996. doi: 10.1038/s41419-022-05445-w
  19. Peng X, Liang B, Wang H, et al. Hypoxia pretreatment improves the therapeutic potential of bone marrow mesenchymal stem cells in hindlimb ischemia via upregulation of NRG-1. Cell Tissue Res. 2022;388(1):105-116. doi: 10.1007/s00441-021-03562-0
  20. Levoux J, Prola A, Lafuste P, et al. Platelets facilitate the wound-healing capability of mesenchymal stem cells by mitochondrial transfer and metabolic reprogramming. Cell Metab. 2021;33(2):283-299.e9. doi: 10.1016/j.cmet.2020.12.006
  21. Mendt M, Daher M, Basar R, et al. Metabolic reprogramming of GMP grade cord tissue derived mesenchymal stem cells enhances their suppressive potential in GVHD. Front Immunol. 2021;12:631353. doi: 10.3389/fimmu.2021.631353
  22. Huang B, Jiang XC, Zhang TY, et al. Peptide modified mesenchymal stem cells as targeting delivery system transfected with miR-133b for the treatment of cerebral ischemia. Int J Pharm. 2017;531(1):90-100. doi: 10.1016/j.ijpharm.2017.08.073
  23. Cesarz Z, Tamama K. Spheroid culture of mesenchymal stem cells. Stem Cells Int. 2016;2016:9176357. doi: 10.1155/2016/9176357
  24. Egger D, Schwedhelm I, Hansmann J, Kasper C. Hypoxic three-dimensional scaffold-free aggregate cultivation of mesenchymal stem cells in a stirred tank reactor. Bioengineering (Basel). 2017;4(2):47. doi: 10.3390/bioengineering4020047
  25. Shahror RA, Wu CC, Chiang YH, Chen KY. Genetically modified mesenchymal stem cells: The next generation of stem cell-based therapy for TBI. Int J Mol Sci. 2020;21(11):4051. doi: 10.3390/ijms21114051
  26. Jahnavi S, Garg V, Vasandan AB, et al. Lineage reprogramming of human adipose mesenchymal stem cells to immune modulatory i-Heps. Int J Biochem Cell Biol. 2022;149:106256. doi: 10.1016/j.biocel.2022.106256
  27. Hossain MM, Murali MR, Kamarul T. Genetically modified mesenchymal stem/stromal cells transfected with adiponectin gene can stably secrete adiponectin. Life Sci. 2017;182:50-56. doi: 10.1016/j.lfs.2017.06.007
  28. Bezborodova OA, Nemtsova ER, Yakubovskaya RI, Kaprin AD. Gene therapy is a new area in medicine. P.A. Herzen Journal of Oncology. 2016;2:64-72. (In Russ). doi: 10.17116/onkolog20165264-72
  29. Hamann A, Nguyen A, Pannier AK. Nucleic acid delivery to mesenchymal stem cells: a review of nonviral methods and applications. J Biol Eng. 2019;13:7. doi: 10.1186/s13036-019-0140-0
  30. Sokolov AV, Limareva LV, Iliasov PV, et al. Methods of encapsulation of biomacromolecules and living cells. Prospects of using metal-organic frameworks. Russ J Org Chem. 2021;57(4):491–505. (In Russ). doi: 10.1134/S1070428021040011]
  31. Chou KJ, Lee PT, Chen CL, et al. CD44 fucosylation on mesenchymal stem cell enhances homing and macrophage polarization in ischemic kidney injury. Exp Cell Res. 2017;350(1):91-102. doi: 10.1016/j.yexcr.2016.11.010
  32. Nan Z, Fan H, Tang Q, et al. Dual expression of CXCR4 and IL-35 enhances the therapeutic effects of BMSCs on TNBS-induced colitis in rats through expansion of Tregs and suppression of Th17 cells. Biochem Biophys Res Commun. 2018;499(4):727-734. doi: 10.1016/j.bbrc.2018.03.043
  33. Shahror RA, Ali AAA, Wu CC, et al. Enhanced homing of mesenchymal stem cells overexpressing fibroblast growth factor 21 to injury site in a mouse model of traumatic brain injury. Int J Mol Sci. 2019;20(11):2624. doi: 10.3390/ijms20112624
  34. McGinley LM, McMahon J, Stocca A, al. Mesenchymal stem cell survival in the infarcted heart is enhanced by lentivirus vector-mediated heat shock protein 27 expression. Hum Gene Ther. 2013;24(10):840-51. doi: 10.1089/hum.2011.009
  35. Xiang Q, Hong D, Liao Y, et al. Overexpression of Gremlin1 in mesenchymal stem cells improves hindlimb ischemia in mice by enhancing cell survival. J Cell Physiol. 2017;232(5):996-1007. doi: 10.1002/jcp.25578
  36. Yan X, Cheng X, He X, et al. HO-1 overexpressed mesenchymal stem cells ameliorate sepsis-associated acute kidney injury by activating JAK/stat3 pathway. Cel. Mol. Bioeng. 2018;11, 509-518. doi: 10.1007/s12195-018-0540-0
  37. Peruzzaro ST, Andrews MMM, Al-Gharaibeh A, et al. Transplantation of mesenchymal stem cells genetically engineered to overexpress interleukin-10 promotes alternative inflammatory response in rat model of traumatic brain injury. J Neuroinflammation. 2022;19(1):15. doi: 10.1186/s12974-018-1383-2. Corrected and republished from: J Neuroinflammation. 2019;16(1):2. doi: 10.1186/s12974-018-1383-2.
  38. Dai P, Qi G, Xu H, et al. Reprogramming adipose mesenchymal stem cells into islet β-cells for the treatment of canine diabetes mellitus. Stem Cell Res Ther. 2022;13(1):370. doi: 10.1186/s13287-022-03020-w
  39. Salvadori M, Cesari N, Murgia A, et al. Dissecting the pharmacodynamics and pharmacokinetics of MSCs to overcome limitations in their clinical translation. Mol Ther Methods Clin Dev. 2019;14:1-15. doi: 10.1016/j.omtm.2019.05.004
  40. Sanchez-Diaz M, Quiñones-Vico MI, Sanabria de la Torre R, et al. Biodistribution of mesenchymal stromal cells after administration in animal models and humans: a systematic review. J Clin Med. 2021;10(13):2925. doi: 10.3390/jcm10132925
  41. Bryukhovetskyi IS, Bryukhovetskyi AS, Mischenko PV, Khotimchenko YS. The role of systemic migration and homing mechanisms of stem cells in the development of malignant tumors of the central nervous system and the development of new cancer therapies. Russian journal of biotherapy. 2013;12(4):3-12. (In Russ).
  42. Wang K, Li Y, Zhu T, et al. Overexpression of c-Met in bone marrow mesenchymal stem cells improves their effectiveness in homing and repair of acute liver failure. Stem Cell Res Ther. 2017;8(1):162. doi: 10.1186/s13287-017-0614-2
  43. Lu Y, Wang Z, Chen L, et al. The in vitro differentiation of GDNF gene-engineered amniotic fluid-derived stem cells into renal tubular epithelial-like cells. Stem Cells Dev. 2018;27(9):590-599. doi: 10.1089/scd.2017.0120
  44. Li S, Wang Y, Wang Z, et al. Enhanced renoprotective effect of GDNF-modified adipose-derived mesenchymal stem cells on renal interstitial fibrosis. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):27. doi: 10.1186/s13287-020-02049-z
  45. Song L, Zhang F, Zhou R, et al. hCTLA4-gene-modified human bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hBMMSCs) maintain POSTN secretion to enhance the migration capability of allogeneic hBMMSCs through the integrin αvβ3/FAK/ERK signaling pathway. Stem Cells Int. 2020. 2020:3608284. doi: 10.1155/2020/3608284
  46. Li X, He L, Yue Q, et al. MiR-9-5p promotes MSC migration by activating β-catenin signaling pathway. Am J Physiol Cell Physiol. 2017;313(1):C80-C93. doi: 10.1152/ajpcell.00232.2016
  47. Tang J, Wang J, Guo L, et al. Mesenchymal stem cells modified with stromal cell-derived factor 1α improve cardiac remodeling via paracrine activation of hepatocyte growth factor in a rat model of myocardial infarction. Mol. Cells. 2010;29(1):9-19. doi: 10.1007/s10059-010-0001-7
  48. Yin Q, Jin P, Liu X, et al. SDF-1α inhibits hypoxia and serum deprivation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells through PI3K/Akt and ERK1/2 signaling pathways. Mol Biol Rep. 2011;38(1):9-16. doi: 10.1007/s11033-010-0071-9
  49. Mayorga ME, Kiedrowski M, McCallinhart P, et al. Role of SDF-1:CXCR4 in impaired post-myocardial infarction cardiac repair in diabetes. Stem Cells Transl Med. 2018;7(1):115-124. doi: 10.1002/sctm.17-0172
  50. Zhang M, Mal N, Kiedrowski M, et al. SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction. FASEB J. 2007;21(12):3197-207. doi: 10.1096/fj.06-6558com
  51. Wang Y, Li Y, Song L, et al. The transplantation of Akt-overexpressing amniotic fluid-derived mesenchymal stem cells protects the heart against ischemia-reperfusion injury in rabbits. Mol Med Rep. 2016;14(1):234-242. doi: 10.3892/mmr.2016.5212
  52. Zhang F, Peng W, Zhang J, et al. PARK7 enhances antioxidative-stress processes of BMSCs via the ERK1/2 pathway. J Cell Biochem. 2021;122(2):222-34. doi: 10.1002/jcb.29845
  53. Okada M, Kim HW, Matsuura K, et al. Abrogation of age-induced microRNA-195 rejuvenates the senescent mesenchymal stem cells by reactivating telomerase. Stem Cells. 2016;34(1):148. doi: 10.1002/stem.2211
  54. Soppert J, Kraemer S, Beckers C, et al. Soluble CD74 reroutes MIF/CXCR4/AKT-mediated survival of cardiac myofibroblasts to necroptosis. J Am Heart Assoc. 2018;7(17):e009384. doi: 10.1161/JAHA.118.009384
  55. Zhang Y, Zhu W, He H, et al. Macrophage migration inhibitory factor rejuvenates aged human mesenchymal stem cells and improves myocardial repair. Aging (Albany NY). 2019;11(24):12641-12660. doi: 10.18632/aging.102592
  56. Bi S, Liu Z, Wu Z, et al. SIRT7 antagonizes human stem cell aging as a heterochromatin stabilizer. Protein Cell. 2020;11(7):483-504. doi: 10.1007/s13238-020-00728-4
  57. Vazquez BN, Thackray JK, Simonet NG, et al. SIRT7 promotes genome integrity and modulates non-homologous end joining DNA repair. EMBO J. 2016;35(14):1488-503. doi: 10.15252/embj.201593499
  58. Paredes S, Angulo-Ibanez M, Tasselli L, et al. The epigenetic regulator SIRT7 guards against mammalian cellular senescence induced by ribosomal DNA instability. J Biol Chem. 2018;293(28):11242-11250. doi: 10.1074/jbc.AC118.003325
  59. Yan Y, Zhao N, He X, et al. Mesenchymal stem cell expression of interleukin-35 protects against ulcerative colitis by suppressing mucosal immune responses. Cytotherapy. 2018;20(7):911-918. doi: 10.1016/j.jcyt.2018.05.004
  60. Hervás-Salcedo R, Fernández-García M, Hernando-Rodríguez M, et al. Enhanced anti-inflammatory effects of mesenchymal stromal cells mediated by the transient ectopic expression of CXCR4 and IL10. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):124. doi: 10.1186/s13287-021-02193-0
  61. Li R, Wang R, Zhong S, et al. TGF-β1-overexpressing mesenchymal stem cells reciprocally regulate Th17/Treg cells by regulating the expression of IFN-γ. Open Life Sci. 2021;16(1):1193-1202. doi: 10.1515/biol-2021-0118
  62. Sirpilla O, Sakemura RL, Hefazi M, et al. Bioengineering mesenchymal stromal cells with chimeric antigen receptors induces superior immunosuppressive efficacy in preclinical graft versus host disease models. Transplantation and Cellular Therapy. 2023;29(2):S57-S58. doi: 10.1016/S2666-6367(23)00137-9
  63. Chen HX, Xiang H, Xu WH, et al. Manganese superoxide dismutase gene-modified mesenchymal stem cells attenuate acute radiation-induced lung injury. Hum Gene Ther. 2017;28, 523-532. doi: 10.1089/hum.2016.106
  64. Min Y, Han S, Aae Ryu H, Kim SW. Human adipose mesenchymal stem cells overexpressing dual chemotactic gene showed enhanced angiogenic capacity in ischaemic hindlimb model. Cardiovasc Res. 2018;114(10):1400-1409. doi: 10.1093/cvr/cvy086
  65. Dergilev KV, Shevchenko EK, Tsokolaeva ZI, et al. Cell sheet comprised of mesenchymal stromal cells overexpressing stem cell factor promotes epicardium activation and heart function improvement in a rat model of myocardium infarction. Int J Mol Sci. 2020;21(24):9603. doi: 10.3390/ijms21249603
  66. Kato T, Khanh VC, Sato K, et al. SDF-1 improves wound healing ability of glucocorticoid-treated adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 2017;493(2):1010-1017. doi: 10.1016/j.bbrc.2017.09.100
  67. Lee RH, Pulin AA, Seo MJ, et al. Intravenous hMSCs improve myocardial infarction in mice because cells embolized in lung are activated to secrete the anti-inflammatory protein TSG-6. Cell Stem Cell. 2009;5(1):54-63. doi: 10.1016/j.stem.2009.05.003
  68. Silva DN, Souza BSF, Vasconcelos JF, et al. Granulocyte-colony stimulating factor-overexpressing mesenchymal stem cells exhibit enhanced immunomodulatory actions through the recruitment of suppressor cells in experimental chagas disease cardiomyopathy. Front Immunol. 2018;9:1449. doi: 10.3389/fimmu.2018.01449
  69. Kong D, Hu Y, Li X, et al. IL-37 Gene modification enhances the protective effects of mesenchymal stromal cells on intestinal ischemia reperfusion injury. Stem Cells Int. 2020;2020:8883636. doi: 10.1155/2020/8883636
  70. Beloglazova IB, Molokotina YD, Zubkova ES, et al. The choice of viral vector for retrieval of genetically-modified mesenchymal stromal cells of adipose tissue producing hepatocyte growth factor, for blood supply recovery and ischemic tissues’ innervation stimulation. Proceedings of the 3rd National Congress on Regenerative Medicine; 2017 Nov 15-18, Moscow// Genes & Cells. 2017;12(3):168-169. (In Russ).
  71. Boldyreva MA, Shevchenko EK, Molokotina YD, et al. Transplantation of adipose stromal cell sheet producing hepatocyte growth factor induces pleiotropic effect in ischemic skeletal muscle. Int J Mol Sci. 2019;20(12):3088. doi: 10.3390/ijms20123088
  72. Sage EK, Kolluri KK, McNulty K, et al. Systemic but not topical TRAIL-expressing mesenchymal stem cells reduce tumour growth in malignant mesothelioma. Thorax. 2014;69(7):638-647. doi: 10.1136/thoraxjnl-2013-204110.
  73. Tyciakova S, Matuskova M, Bohovic R, et al. Genetically engineered mesenchymal stromal cells producing TNFα have tumour suppressing effect on human melanoma xenograft. J Gene Med. 2015;17(1-2):54-67. doi: 10.1002/jgm.2823
  74. Hagenhoff A, Bruns CJ, Zhao Y, et al. Harnessing mesenchymal stem cell homing as an anticancer therapy. Expert Opin Biol Ther. 2016;16(9):1079-1092. doi: 10.1080/14712598.2016.1196179
  75. Grisendi G, Spano C, D'souza N, et al. Mesenchymal progenitors expressing TRAIL induce apoptosis in sarcomas. Stem Cells. 2015;33(3):859-869. doi: 10.1002/stem.1903
  76. Lee P, Iyer D, Magal A, et al. Manufacturing development of SENTI-101, a gene circuit modified allogeneic bone marrow derived mesenchymal stromal cell (BM-MSC) therapy for the treatment of solid tumors. Cytotherapy. 2020;22(5 Suppl.):S11-S12. doi: 10.1016/j.jcyt.2020.03.474
  77. Huang S, Li Y, Wu P, et al. microRNA-148a-3p in extracellular vesicles derived from bone marrow mesenchymal stem cells suppresses SMURF1 to prevent osteonecrosis of femoral head. J Cell Mol Med. 2020;24(19):11512-11523. doi: 10.1111/jcmm.15766.
  78. Vieira JMF, Zamproni LN, Wendt CHC, et al. Overexpression of mir-135b and mir-210 in mesenchymal stromal cells for the enrichment of extracellular vesicles with angiogenic factors. PLoS One. 2022;17(8):e0272962. doi: 10.1371/journal.pone.0272962.
  79. Basalova NA, Karagyaur MN, Vigovsky MA, et al. [Targeted modification of miRNA content in extracellular vesicles secreted by mesenchymal stromal cells using a modified genome editing method (CRISPR/CAS9)] Proceedings of the 8th Youth school-conference on molecular biology and genetic technologies of the Institute of Cytology RAS; 2022 Oct 11-14; Saint Petersburg. Tsitologiya. 2022;64(7):612-613. (In Russ). doi: 10.31857/S004137712207001X
  80. Lee S, Moon S, Oh JY, et al. Enhanced insulin production and reprogramming efficiency of mesenchymal stem cells derived from porcine pancreas using suitable induction medium. Xenotransplantation. 2018;26(1):e12451. doi: 10.1111/xen.12451
  81. Frisch J, Venkatesan JK, Rey-Rico A, et al. Influence of insulin-like growth factor I overexpression via recombinant adeno-associated vector gene transfer upon the biological activities and differentiation potential of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cell Res Ther. 2014;5(4):103. doi: 10.1186/scrt491
  82. Yalvac ME, Ramazanoglu M, Rizvanov AA, et al. Isolation and characterization of stem cells derived from human third molar tooth germs of young adults: implications in neo-vascularization, osteo-, adipo- and neurogenesis. Pharmacogenomics J. 2010;10(2):105-13. doi: 10.1038/tpj.2009.40
  83. Li Y, Hiroi Y, Ngoy S, Okamoto R, Noma K, Wang CY, et al. Notch1 in bone marrow-derived cells mediates cardiac repair after myocardial infarction. Circulation. 2011;123(8):866-76. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.110.947531
  84. Steinberg GK, Kondziolka D, Wechsler LR, et al. Two-year safety and clinical outcomes in chronic ischemic stroke patients after implantation of modified bone marrow-derived mesenchymal stem cells (SB623): a phase 1/2a study. J Neurosurg. 2018;5:1-11. doi: 10.3171/2018.5.JNS173147
  85. Yabuno S, Yasuhara T, Nagase T, et al. Synergistic therapeutic effects of intracerebral transplantation of human modified bone marrow-derived stromal cells (SB623) and voluntary exercise with running wheel in a rat model of ischemic stroke. Stem Cell Res Ther. 2023;14(1):10. doi: 10.1186/s13287-023-03236-4
  86. Bogdanova MA, Kostareva AA, Malashicheva AB. Notch pathway in differentiation of human mesenchymal stem cells. Biological Communications. 2014;(2):94-104. (In Russ). Available from: https://biocomm.spbu.ru/article/view/1139
  87. Dergilev KV, Zubkova ES, Beloglazova IB. Notch signal pathway – therapeutic target for regulation of reparative processes in the heart. Terapevticheskii arkhiv. 2018;90(12):112-121. (In Russ). doi: 10.26442/00403660.2018.12.000014

Supplementary files

There are no supplementary files to display.


Copyright (c) Eco-Vector


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: ПИ № ФС 77 - 85657 от 21.07.2023 от 11.03.2014.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies