Cellular senescence in cartilage and bone tissue aging: role in disease development and therapeutic potential

Cover Page


Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription or Fee Access

Abstract

Cellular senescence induced by various types of stress leads to irreversible cell cycle arrest and alterations in gene expression, metabolism, chromatin organization, and activation of anti-apoptotic signaling pathways. This process results in the formation of a pro-inflammatory secretome, known as the senescence-associated secretory phenotype, which triggers chronic sterile inflammation (inflammaging).

This review summarizes current evidence on the role of cellular senescence in age-related changes and diseases of the joints and skeletal system, as well as potential therapeutic strategies.

Based on an articles search in the Google Scholar, PubMed (MEDLINE), Scopus, and Web of Science databases using specific keywords and their combinations and the AMSTAR 2 methodology, this review presents the role of cellular senescence in age-related changes and diseases of the joints and skeletal system. Data are presented demonstrating the presence of senescent cells with a senescence-associated secretory phenotype expressing the p16Ink4a protein in the microenvironment of cartilage and bone tissue. It was demonstrated that with advancing age, stem and progenitor cells, osteoblasts, osteocytes, and chondrocytes express senescence markers and acquire characteristic aging-associated traits such as genomic instability, telomere shortening, epigenetic modifications, proteostasis loss, and mitochondrial dysfunction. It has been demonstrated that cellular senescence and the development of the secretory phenotype are causally linked to chronic inflammation and contribute to the development of osteoporosis and osteoarthritis.

A new strategy for the treatment of osteoporosis and osteoarthritis—senotherapy—is presented, in which the therapeutic targets are senescent cells (senolytics) or various mechanisms responsible for their survival and transformation into the senescence-associated secretory phenotype (senomorphics).

Evidence shows that advances in senescence research over the past decade have laid the groundwork for novel therapeutic approaches targeting joint and bone diseases. Further investigation of the endocrine activity of senescence-associated secretory phenotype cartilage and bone cells is needed to provide the basis for understanding interactions among different systems of the aging organism and for developing strategies for the simultaneous treatment of age-related disorders.

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

В мировом сообществе отмечается общая тенденция демографического сдвига к старению населения, в связи с чем увеличивается распространение возраст-ассоциированных заболеваний [1]. В частности, отсутствие знаний о здоровом образе жизни и необходимости физической активности способствует развитию мультифакториальных нарушений опорно-двигательного аппарата (остеопороз, остеоартрит и саркопения), которые также обусловлены генетическими, эндокринными и механическими факторами риска [2]. Потеря костной массы и прогрессирующая деградация хряща приводят к повышенной восприимчивости к переломам и рискам падений [3–5].

К критериям связанного с возрастом старения организма относят нестабильность генома, укорочение теломер в хромосомах, эпигенетические альтерации, нарушение протеостаза и усвоения питательных веществ, митохондриальную дисфункцию, клеточное старение, истощение пула стволовых клеток, а также изменение межклеточного взаимодействия [6]. Старение (сенесценция) наряду с пролиферацией, дифференцировкой и апоптозом является основной функцией жизнедеятельности клеток. Это стабильная остановка клеточного цикла при сохранении метаболической активности (без перехода к делению), что влечёт за собой фенотипические изменения, включая активацию ингибитора циклинзависимых киназ 4/6 — белка p16Ink4a, модификацию секретома, укорочение теломер и деконденсацию прицентромерной сателлитной ДНК [7].

На протяжении периода G1 интерфазы до момента вступления клетки в очередной цикл активность циклинзависимых киназ (Cdk) блокируется с помощью трёх контрольных механизмов: экспрессии генов циклинов, повышения деградации этих белков и действия ингибиторов. В свою очередь ингибиторы Cdk подразделяются на два основных семейства: INK4 и Cip/Kip. Семейство INK4 включает четыре представителя (p15Ink4b, p16Ink4a, p18 и p19), которые обладают достаточно узкой специфичностью, связывая Cdk4 и Cdk6 и останавливая образование их комплексов с циклинами D. Белки p15 и p16 являются супрессорами опухолевого роста, а их синтез регулируется белком ретинобластомы (retinoblastoma protein, pRb). Семейство Cip/Kip блокирует активность циклин-киназных комплексов G1/S-Cdk и S-Cdk, отвечающих за переход и вступление клеток в синтетическую S-фазу. Ингибиторы INK4 и Cip/Kip участвуют в аресте клеточного цикла на стадии G1 в ответ на неблагоприятные внешние условия и при повреждении ДНК [8].

Основными признаками стареющих клеток являются увеличение размеров, снижение способности к пролиферации и дифференцировке, укорочение теломер, ремоделирование хроматина, повышение синтеза белков-регуляторов клеточного цикла, таких как p16, p21 и p53, и β-галактозидазы, ассоциированной с сенесценцией (SA-β-gal), а также появление специфического секреторного фенотипа, ассоциированного с сенесценцией (senescence-associated secretory phenotype, SAS-фенотипа) (рис. 1) [8]. Последний характеризуется продукцией провоспалительных цитокинов: интерлейкин (interleukin, IL) 1 бета (IL-1β), 6 (IL-6), 8 (IL-8), фактор некроза опухоли альфа (tumor necrosis factor alpha, TNF-α), лиганды хемокинов мотивов C-C 2,3,5,8 и многих других [9]. Клеточное старение может возникнуть в результате физиологических повреждений, окислительного стресса, а именно влияния активных форм кислорода (АФК), радиации и недостатка аминокислот. Все эти факторы могут вызывать повреждение ДНК, которое приводит к остановке клеточного цикла и старению. В свою очередь SAS-фенотип клеток создаёт микросреду, непригодную для пролиферации и выживания стволовых клеток, что в конечном итоге обусловливает их повреждение и смерть [10].

 

Рис. 1. Модель формирования секреторного фенотипа, ассоциированного со старением. Стрессоры запускают активацию ключевых индукторов старения (p16Ink4a/рRb и/или p21Cip1/p53) и экспрессию супрессора опухолей, биомаркёра старения, ингибитора циклинзависимой киназы p16Ink4a, что способствует секреции провоспалительных мессенджеров. DDR — повреждение ДНК; pRb — белок ретинобластомы, АФК — активные формы кислорода.

Fig. 1. Model of senescence-associated secretory phenotype formation. Stressors trigger activation of key inducers of cellular senescence (p16Ink4a/pRb and/or p21Cip1/p53) and expression of the tumor suppressor and senescence biomarker, the cyclin-dependent kinase inhibitor p16Ink4a, promoting the secretion of proinflammatory mediators. DDR, DNA damage response; pRb, retinoblastoma protein; АФК, reactive oxygen species.

 

При старении в ответ на геномный, протеомный, метаболический или репликативный стресс происходит остановка клеточного цикла, которая в значительной степени является результатом двух сигнальных путей повреждения ДНК (см. рис. 1). Первый путь способствует остановке клеточного цикла в фазе G1 путём стабилизирования транскрипционного фактора p53 с участием продукта экспрессии гена-мутанта атаксии-телеангиэктазии (ataxia-telangiectasia mutated, ATM), что приводит к повышению уровня ингибитора циклинзависимой киназы p21Cip1 с активацией тумор-супрессорного пути при фосфорилировании pRb и ATM/p53/p21Cip1/Rb [11]. Второй путь опосредован ингибитором Cdk p16Ink4a, участием pRb, что приводит к блокированию перехода клеток из фазы G1 в S-период (p16Ink4a/Rb) [12]. Процессы, сопровождающие старение клеток, включают не только остановку цикла, но и другие способы воздействия на пролиферацию: например, такие, как чрезмерная активация через мишень сиролимуса mTOR [13]. С биологической точки зрения старение клеток является необходимым для подавления опухолей и заживления ран. С другой стороны, накопление устойчивых к апоптозу клеток и их неэффективное удаление иммунной системой приводит к негативному эффекту [11–15].

В настоящем обзоре основное внимание уделяется биологической роли старения клеток, их характеристике при возрастных изменениях суставов и костной ткани, а также значению этого явления в развитии хронических заболеваний. Кроме того, приведено несколько терапевтических стратегий, которые напрямую нацелены на стареющие клетки и тестируются в качестве средств профилактики заболеваний или улучшения состояния пациентов с целью продления активного долголетия.

ВОЗРАСТНОЕ СТАРЕНИЕ КЛЕТОК ХРЯЩЕВОЙ И КОСТНОЙ ТКАНИ

Динамичные хрящевая и костная ткани формируются скоординированными действиями основных типов клеток, которые включают относительно короткоживущие хондро-, остеобласты и резорбирующие остеокласты, а также встроенные во внеклеточный матрикс терминально дифференцированные хондро- и остеоциты (рис. 2). Гемопоэтические стволовые клетки, способные к образованию многоядерных остеокластов, и относительно небольшое количество плюрипотентных мезенхимальных стволовых клеток (МСК) находятся в костном мозге. Последние дифференцируются в хондро- и остеобласты и в конечном итоге — в остеоциты, а также в хондро- и адипоциты [16, 17]. Кроме того, недавние исследования у человека выявили дополнительные пулы клеток, а именно скелетные стволовые клетки (ССК), которые могут дифференцироваться в остео-, хондроциты или стромальные клетки (но не адипоциты), а также уникальные клетки-предшественники в надкостнице, играющие среди прочих биологических функций важную роль в опосредованном формировании кости [18]. Структурная целостность и механическая прочность кости поддерживаются постоянным ремоделированием с резорбцией повреждённой или стареющей ткани остеокластами и последующим формированием нового матрикса остеобластами под контролем циркадных ритмов [19] (см. рис. 2). С возрастом в микросреде суставов и костей происходит нарушение баланса в процессе ремоделирования, что приводит к патологическим изменениям. Определённую роль в изменении этого процесса играет старение клеток, поскольку секреторные факторы, выделяемые ими, оказывают влияние на возрастание резорбции тканей, способствуя хрупкости скелета, и на заживление переломов у пожилых людей на фоне снижения количества МСК [20, 21].

 

Рис. 2. Схема ремоделирования кости: а — дифференцировка в молодом организме мезенхимальных стволовых клеток костного мозга в остеобласты, а гемопоэтических — в остеокласты, в количестве, необходимом для резорбции кости; b — по мере старения кости сенесцентные клетки секреторного фенотипа, ассоциированного со старением (senescence-associated secretory phenotype, SAS-фенотипа), накапливаются в костной микросреде, действуют на мезенхимальные стволовые клетки, меняя их приверженность к остеогенной дифференцировке в сторону адипоцитов, а гемопоэтических — в остеокласты, что увеличивает резорбцию костной ткани.

Fig. 2. Schematic representation of bone remodeling: а, in young bone, mesenchymal stem cells differentiate into osteoblasts and hematopoietic stem cells differentiate into osteoclasts in the proportions required for balanced bone resorption and formation; b, with aging, senescent cells expressing the senescence-associated secretory phenotype accumulate in the bone microenvironment. These cells affect mesenchymal stem cell commitment, shifting their differentiation from the osteogenic toward the adipogenic lineage, and increase osteoclast formation from hematopoietic precursors, leading to enhanced bone resorption.

 

Хондроциты

Гиалиновый хрящ подразделяется на временный и постоянный, последний населён покоящимися в терминальной дифференцировке с низкой скоростью пролиферации хондроцитами [22]. Временный хрящ изначально формируется при неограниченной дифференцировке клеток-предшественников в линию хондроцитов с активной пролиферацией и генерацией каскада клеток, причём некоторые из них становятся гипертрофированными [22]. Такие клетки резко увеличивают свой объём, и окружающая их среда становится минерализованной с последующем развитием в трабекулярную кость [23]. Изменения временного хряща сопровождаются эндохондральной оссификацией, которая характеризуется пролиферацией, гипертрофической дифференцировкой, апоптозом и гибелью хондроцитов на фоне кальцификации и/или минерализации внеклеточного матрикса с инвазией кровеносных сосудов. Гипертрофированные хондроциты активно продуцируют коллаген X типа; фактор транскрипции 2, связанный с внеклеточным окружением (RUNX2); матриксную металлопротеиназу (matrix metalloproteinase, MMP) MMP13 и, напротив, в небольшом количестве — маркёры гиалинового хряща, такие как протеогликан аггрекан; коллаген II типа и белок семейства, содержащий высококонсервативный ДНК-связывающий домен с высокой подвижностью Y-хромосомы SOX9. Несмотря на то, что такие хондроциты необходимы при росте и развитии костей у молодых лиц, с возрастом их накопление при снижении процесса ремоделирования тканей вследствие высокой механической нагрузки может приводить к патологическим изменениям суставов с нарушением хрящевой ткани, и этот процесс называется «фибрилляцией» [24, 25]. При этом протеогликаны и коллагеновые волокна внеклеточного матрикса деградируют, а в гипертрофированных хондроцитах экспрессируются гены, связанные с остеогенной дифференцировкой, что приводит к генерации остеофитов [26]. Сообщается, что после 60 лет увеличивается слой внеклеточного матрикса между кальцифицированным и некальцифицированным хрящом [27].

Стареющие хондроциты характеризуются морфологическими изменениями, включая уплощение, вакуолизацию и накопление стрессовых гранул (временные рибонуклеопротеиновые структуры) в цитоплазме. Они также демонстрируют укорочение теломер и повышенную активность SA-β-gal [26]. Остановка роста, устойчивость к клеточной смерти и изменённая экспрессия генов приводят к образованию биоактивного секреторного SAS-фенотипа клеток. Выявлена чёткая причинно-следственная связь между снижением митохондриальной функции, окислительным стрессом и фенотипом старения клеток [28]. Чрезмерное накопление АФК, вызванное митохондриальной дисфункцией, приводит к дисбалансу с антиоксидантной защитой, что вызывает повреждение хондроцитов и ускоряет развитие возраст-ассоциированных патологий, одновременно усугубляя фенотип старения [28]. Значительные изменения в морфологии хондроцитов и повышенная продукция ими медиаторов, характеризующих SAS-фенотип (IL-6, IL-1, MMP13, ADAMTS-5 и т. д.), отмечаются в начале возрастной деградации хряща, что оказывает влияние на дисбаланс создания и разрушения внеклеточного матрикса [29]. Доля стареющих хондроцитов и концентрация маркёров старения в хряще увеличиваются с возрастом, что позволяет отнести это явление к одному из основных индукторов патологического изменения. На это также указывает факт, что при изоляции и культивировании хондроциты теряют свои характеристики и экспрессируют различные гены, связанные со старением и дедифференцировкой. Это сопровождается снижением продукции коллагена II типа и гликопротеинов [30]. Предполагаются два различных механизма старения хондроцитов: репликативное и преждевременное стресс-индуцированное [31]. В первом случае процесс старения и апоптоз хондроцитов реализуются по пути p53/p21 (описано выше), а во втором — через активацию митогенактивируемых протеинкиназ (mitogen-activated protein kinase, МАРК) МАРК6 и р38, которые стимулируются различными стрессовыми факторами, в том числе воспалением, и принимают участие в регуляции клеточного цикла, развитии, дифференцировке и гибели клеток [32]. Активируемые МАРК фосфолирируют белок p16Ink4a, что ингибирует переход клеток из фазы G1 в S путём регуляции циклинов A или D1. Репликативное старение хондроцитов индуцируется укорочением теломер, тогда как преждевременное — окислительным стрессом и повреждением ДНК без изменения их длины. Хондроциты SAS-фенотипа могут изменять микросреду ткани и ухудшать регенерацию ткани с участием стволовых клеток или клеток-предшественников, что в конечном итоге может приводить к старению соседних клеток [27]. Помимо хондроцитов, с возрастом также могут подвергаться старению синовиальные фибробласты, так как в ядрах этих клеток показана экспрессия гена белка p16Ink4a [33]. Индуцированные H2O2 или TNF-α, стареющие синовиальные фибробласты экспрессируют повышенные концентрации киназ CDKN1A и CDGN2A и другие провоспалительные факторы, связанные с SAS-фенотипом, такие как IL-6, CXCL8, CCL2 и MMP3 [27, 28, 30].

Остеобласты и остеоциты

Остеобласты и остеоциты имеют ограниченную продолжительность жизни, контролируемую числом циклов репликации, которое уменьшается с возрастом и определяется длиной теломер на концах хромосом [16]. В начале нового цикла ремоделирования кости клетки выстилки, которые отделяют поверхность эндоста от прилегающих мягких тканей, разрушаются остеокластами, но часть их сохраняется, составляя слой над дефектным местом [34]. Продолжительность их жизни примерно равна временнóму интервалу между последовательными циклами ремоделирования кости, который обычно составляет от 1 до 10 лет. Судьба остеоцитов сложнее, так как они «замурованы» в лакунарно-каналикулярной системе и сохраняются во многих областях скелета до тех пор, пока не резорбируется окружающая их ткань. В регионах, где ремоделирование происходит редко, отмечается апоптоз остеоцитов с пустыми лакунами и нефагоцитированными остатками клеток [35]. С возрастом гибель остеоцитов увеличивается и сопровождается гиперминерализацией перилакунарной кости при заполнении канальцев минерализованной соединительной тканью (микропетроз), что приводит к повышенной хрупкости [36]. Показано, что в поверхностной кости приблизительно 2,5% остеоцитов в год погибают, тогда как в кости, расположенной на расстоянии более 45 мм от поверхности, плотность клеток экспоненциально снижается, приближаясь в возрасте 75 лет к 40% от показателя для 20 лет [37]. Существует тесная пространственная связь между пустыми лакунами и микроскопическим усталостным повреждением кости, которое связано с высоким уровнем ремоделирования поверхностного слоя (с возрастом этот процесс сокращается) [38, 39]. Молекулы, влияющие на старение/долголетие, такие как сиртуины, серин-треониновая киназа (PI3K), факторы транскрипции Forkhead O, ядерный фактор NF-kβ и белок р53, также оказывают индуцирующее действие на апоптоз и аноикис остеоцитов [40]. В свою очередь при апоптозе из остеоцитов высвобождаются хемоаттрактанты, провоспалительные цитокины, простагландины, склеростин, активатор рецептора для лиганда NF-kβ и гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор.

В отношении остеобластов показано, что с возрастом в них повышается экспрессия гена белка p21, а не p16Ink4a, хотя последний сверхэкспрессирован в биопсиях костей пациентов с остеопенией или остеопорозом [41]. В стареющей линии остеобластов SAS-фенотипа значительно повышается синтез белка p21. Терминально дифференцированные, постмитотические неделящиеся остеоциты с возрастом начинают синтезировать белок p16Ink4a, что сопровождается повышением количества матричной РНК 26 факторов SAS-фенотипа из проанализированных 36 [38] (см. рис. 1). В исследованиях с помощью секвенирования РНК транскриптомов остеоцитов выявлено несколько генов и сигнальных путей, связанных со старением костей, а именно: опосредованный Wnt/β-катенином, костным морфогенетическим белком трансформирующего фактора роста β (transforming growth factor beta, TGF-β) — Bmp/TGF — и через янус-киназу; активатор транскрипции белка-трансдуктора (Jak/STAT) [42]. Однако исследования in vivo показали, что только 11% остеоцитов относятся к сенесцентному фенотипу в кортикальной кости позвоночника 24-месячных мышей [38, 43]. Абляция сенесцентных остеоцитов ограничивает потерю костной массы, снижая резорбцию кости остеокластами и увеличивая формирование костной ткани. Кроме того, добавление стареющих остеоцитов SAS-фенотипа способствует выживанию предшественников остеокластов, ингибирует дифференцировку остеобластов и обусловливает адипогенез МСК [38]. В свою очередь IL-1 и MMP13, секретируемые остеоцитами SAS-фенотипа, усиливают дифференцировку остеокластов, что индуцирует возрастную потерю костной ткани [44] (см. рис. 1, 2). Более того, воспаление, иммунная дисфункция, нехватка энергии и нарушенные гормональные реакции, возникающие с возрастом, также могут оказывать влияние на остеоциты [44]. Вследствие старения и гибели остеоцитов отмечается васкуляризация и гидратация костей, что снижает их прочность посредством механизмов, которые ещё не полностью изучены, но, вполне вероятно, оказывают влияние на кристаллические свойства костной ткани и стимулируют микропетроз [36].

Мезенхимальные стволовые клетки

Около сосудов костного мозга и/или на поверхностях периостального и эндокортикального слоёв, выстилающих кортикальную кость, находятся МСК. Распределение их по субпопуляциям предшественников опосредуется специфическими сигналами и активаторами [45, 46]. Так, дифференцировка в хондроциты индуцируется фактором транскрипции Sox9; в адипоциты — при участии белка пролифератора пероксисом PPARγ; в остеобласты — короткоцепочечным транскрипционным фактором 2 (RUNX2) и фактором транскрипции с цинковыми пальцами Sp7, также называемым Osterix (Osx) [47, 48]. Решающую роль в обеспечении остеобластами процесса гомеостатического обновления и заживления переломов играет популяция ССК [49]. Показано, что в процессе ремоделирования кости при системном воздействии тромбоцитов, которые содержат различные биоактивные белки, включая TGF-β и инсулиноподобный фактор роста (insulin-like growth factor, IGF), обновляются зрелые остеоциты, что предполагает редкие асимметричные деления ССК для поддержки собственного пула и обеспечения достаточного количества остеобластов [50]. Не только гипоксический ландшафт окружения определяет жизнедеятельность ССК, также в ней принимает участие внеклеточный матрикс [51]. Поскольку ниша обитания имеет низкий уровень кислорода, метаболизм ССК должен быть адаптирован на анаэробный (гликолиза), что, по-видимому, может ограничивать их пролиферацию. Этот феномен экстрафизиологического кислородного шока/стресса впервые был отмечен для гемопоэтических стволовых клеток и связан с потерей их стволовости, а также высоким уровнем митохондриальных АФК, что в целом оказывает влияние на их старение [52].

С возрастом пул МСК сокращается, дифференцировка нарушается и отмечается их приверженность адипогенезу вместо образования остеобластов (см. рис. 2) [53, 54]. Аберрантная пролиферация и дифференцировка МСК могут быть результатом различных возрастных механизмов, которые инициируются с началом старения и на данный момент недостаточно изучены [38]. Показано, что воздействие сыворотки крови, содержащей малые некодирующие РНК, у возрастных животных усиливает старение МСК, а у молодых — улучшает остеобластической потенциал дифференцировки клеток и устраняет нарушение восстановления переломов [55]. Основным эффектом старения на стволовые клетки является снижение пролиферации и аутофагии, поскольку было показано, что воздействие непрямым активатором сиролимуса уменьшает адипогенез и восстанавливает деление и остеогенную дифференцировку старых МСК [56, 57]. Ключевым фактором, способствующим возрастной потере костной массы и ухудшению восстановления костей после переломов, считается снижение доступности резидентных ССК, но является ли ведущей проблемой уменьшение их числа, клонального потенциала или остеогенной функциональности, ещё предстоит установить. Изменения в транскриптомном профиле стареющих ССК разнообразны, характеризуются снижением остеогенного и хондрогенного потенциала и повышенной экспрессией провоспалительных и прорезорбтивных цитокинов IL-1α и RANKL, способствующих остеокластической активности и миелоидному перекосу [58]. Последний означает перенаправление дифференцировки стволовых гемопоэтических клеток больше в сторону миелоидного ростка, чем лимфоидного. При этом популяции стареющих миелоидных клеток и остеобластов способствуют воспалительному и дегенеративному воздействию на костный мозг [59] (см. рис. 2).

Значительное падение концентрации половых гормонов, увеличение выработки и активности глюкокортикоидов являются гормональными признаками старения человека и связаны с уменьшением костной массы [60]. Эстроген индуцирует остеогенную дифференцировку МСК, а тестостерон способствует пролиферации и сохраняет их стволовость, что объясняет снижение количества этих клеток у женщин [49]. Влияние глюкокортикоидов in vivo на МСК пока неясно, но в экспериментах на животных показан их отрицательный эффект на остеогенез в качестве индукторов апоптоза остеобластов и супрессоров их дифференцировки и пролиферации [53]. Потенциал остеогенной дифференцировки МСК также усиливается при действии IGF-1, концентрация которого в крови и костном матриксе при взрослении организма значительно снижается [52]. Таким образом, в силу различных причин количество МСК с возрастом уменьшается и костный мозг становится более адипогенным. Снижается остеогенная способность этих клеток, причём они также стареют, приобретая SAS-фенотип с ограничением способности к пролиферации и реакции на внешние сигналы [39, 47, 61]. Помимо вышесказанного необходимо упомянуть перекрёстные контакты между гемопоэтическими клетками и МСК в костном мозге. У пожилых людей отмечается процесс «миелоидного перекоса», который включает снижение количества лимфоидных предшественников и смещение в сторону образования миелоидных, которые впоследствии преобразовываются в остеокласты [16, 55] (см. рис. 2). Старение стволовых клеток происходит параллельно, причём в гемопоэтических после взаимодействия хемокиновых рецепторов 4-го типа (CXCR4) и фактора 1 стромальных клеток (SDF-1) снижается внутриклеточный уровень АФК [62]. Повышение количества адипоцитов, а также продуцируемых ими адипокинов и других гормонов жировой ткани с возрастом оказывает влияние на МСК, создавая окружение для их преимущественной дифференцировки в эти клетки, а не остеобласты [63]. Снижение функциональности эндотелиальных клеток и истощение периваскулярных ССК приводит к стромально-сосудистым изменениям с дисфункцией остеоангиогенной активности [64].

Инфламейджинг

Понятие «инфламейджинг» определяется как «возникающее с возрастом хроническое слабовыраженное воспаление», которое оказывает влияние на изменение суставов и костных тканей [65]. У пожилых людей отмечается повышение концентрации провоспалительных факторов (интерлейкинов IL-1α, IL-6, C-реактивного белка, интерферона и факторов роста TGF-β и TNF), что обусловливает развитие инфламейджинга и сопровождается старением клеток, повреждением в них ДНК, окислительным стрессом с дисфункцией митохондрий, дефектной аутофагией, висцеральным ожирением, а также нарушением микробиома и проницаемости кишечника [66]. Как клеточное старение, так и инфламейджинг изучаются на генетическом уровне и выдвигаются в качестве потенциальных целей для антивозрастных и регенеративных стратегий терапии, где предлагается использовать сенолитические препараты, нацеленные на апоптоз стареющих клеток и их лизис [67]. Одновременный анализ большого количества предполагаемых маркёров и выявление субпопуляций стареющих и истощённых клеток показали приоритетность Bcl2- и p16-положительных и Ki-67-отрицательных остеоцитов. Остеобластогенез подавляется снижением сигнала Wnt при повышении концентрации склеростина, который вырабатывается остеоцитами и ингибирует путь Wnt/β-катенин. Этот процесс также может развиваться при снижении физической активности у пожилых людей [68]. В целом различные внутренние клеточные и внешние экологические механизмы при инициации хронического воспаления приводят к возрастной потере остеогенной функциональности стволовых клеток, числа остеобластов, хондроцитов и остеоцитов.

КЛЕТОЧНОЕ СТАРЕНИЕ И ЗАБОЛЕВАНИЯ СУСТАВОВ И КОСТЕЙ СКЕЛЕТА

С возрастом у человека уменьшается подвижность скелета, появляются скованность, боль в суставах, уязвимость к переломам и предрасположенность к заболеваниям костно-мышечной системы — остеопорозу и остеоартриту [2].

Остеопороз

Характерными чертами остеопороза являются снижение костной массы и нарушение микроархитектуры ткани, что приводит к повышенному риску переломов [3]. Наиболее часто это заболевание, обусловленное нарушением метаболизма костной ткани, возникает у пожилых пациентов по причине дефицита половых стероидов, старения и дисбаланса ремоделирования костной ткани [69]. С возрастом стареющие клетки миелоидной линии и остеоциты накапливаются, становятся основными источниками SAS-фенотипа в микросреде костей и нарушают остеогенную дифференцировку МСК, которые в большей степени дифференцируются в адипоциты, чем в остеобласты [4, 15, 70, 71]. При остеопорозе в остеопрогениторных стволовых клетках значительно увеличивается экспрессия p16Ink4a, а в остеоцитах также повышается концентрация p21Cip1 [72]. При этом заболевании экспрессия факторов SAS-фенотипа выше в остеоцитах и миелоидных клетках, чем в ССК или остеобластах [38]. Тем не менее старение остеобластов также оказывает влияние на прогрессирование остепороза. Об этом свидетельствует тот факт, что активация рецептора к витамину D (vitamin D receptor, VDR) ингибирует ферроптоз посредством повышения синтеза эритроидного ядерного фактора 2 (nuclear factor erythroid 2, Nrf2) и глутатионпероксидазы 4 (glutathione peroxidase 4, GPX4) [72]. В этом случае ключевая роль отводится сигнальному пути VDR/Nrf2/GPX4 в отличие от старения остеобластов. Кроме того, при остеопорозе накопление конечных продуктов гликирования ускоряет старение стромальных клеток костного мозга, увеличивая экспрессию маркёров старения — белков p16, p21 и p53 [73]. На фоне высокой концентрации АФК отмечаются дисфункция митохондрий, снижение потенциала их мембран и экспрессии маркёров митофагии, включая белки LC3B, Parkin и сиртуин 3. Показана роль стареющих иммунных клеток — макрофагов и нейтрофилов, которые при остеопорозе секретируют ингибитор остеогенной дифференцировки МСК гранкальцин [74].

Остеоартрит

Важным триггером развития остеоартрита с поражением суставного хряща, синовиальной оболочки, мышц и связок является старение клеток [14, 75]. Аберрация апоптоза клеток, окислительный стресс, возраст, неадекватное питание, наследственная предрасположенность и механические нагрузки напрямую связаны с патофизиологией этого заболевания [76]. Многочисленные воспалительные факторы, такие как IL-1β, TNF-α, IL-18 и другие, интенсивно продуцируются на ранних стадиях остеоартрита и в дополнение к пироптозу, опосредованному инфламмасомой NLRP3, вызывают повреждение клеток, снижая количество и качество хондроцитов [77]. Начало и прогрессирование остеоартрита контролируется рядом различных механизмов гибели хондроцитов, включая программируемую регуляторную смерть (некротический апоптоз, апоптоз, аутофагия) [27, 78]. Необходимо также отметить, что увеличение количества стареющих клеток, потеря ими теломер и повышение концентраций маркёров старения могут наблюдаться в суставных тканях молодых и посттравматических пациентов с остеоартритом, что указывает на роль этих процессов в восстановлении хрящевой ткани [27]. Продемонстрировано, что PANоптоз, ферроптоз и клеточное старение также связаны с этиологией остеоартрита [79, 80]. Причём последнее оказывает влияние на развитие заболевания во всём суставе, а не только в хрящевой ткани, и в качестве показателя этого процесса названа дисфункция митохондрий. Чрезмерное накопление АФК, которое обнаруживается с возрастом, приводит к дисбалансу между про- и антиоксидантным метаболизмом клеток, вызывает их повреждение и ускоряет начало заболевания [28]. При старении хондроцитов в качестве вторичной сигнальной молекулы необходимо дальнейшее уточнение роли повышения концентрации АФК, вызванного митохондриальной недостаточностью. Обусловленная стрессом и провоспалительными факторами длительная остановка клеточного цикла определяет преобразование хондроцитов в SAS-фенотип. Значительные изменения хондроцитов и преобразование в SAS-фенотип сопровождаются повышением ими продукции различных мессенджеров (IL-6, IL-1, MMP13, ADAMTS-5 и т. д.), которые обнаруживаются в начале процесса деградации хряща при остеоартрите. В результате секреции хондроцитами провоспалительных цитокинов отмечается не только разрушение суставной ткани, но и изменение взаимодействия с другими клетками, что стимулирует их старение [81]. Показано также, что доля стареющих клеток и концентрации продуцируемых ими биологически активных веществ в хряще увеличиваются сопряжённо со степенью поражения и коррелируют с тяжестью заболевания [20, 48].

ТЕРАПИЯ ЗАБОЛЕВАНИЙ, ОБУСЛОВЛЕННЫХ КЛЕТОЧНЫМ СТАРЕНИЕМ

Поскольку с возрастом стареющие клетки накапливаются во многих тканях, их преобразование в SAS-фенотип с продукцией дисфункциональных факторов признаётся в качестве терапевтической мишени для предотвращения возрастных дегенеративных патологий, включая остеоартрит и остеопороз. Основой создания сенолитических препаратов — сенолитиков — являются белки, блокирующие апоптоз, и ингибиторы протеинов, способствующих выживанию стареющих клеток [29]. Другая стратегия воздействия — сеноморфная или сеностатическая терапия — основана на применении биологически активных субстанций, сокращающих преобразование клеток в SAS-фенотип [67]. В основном сеноморфики нацелены на подавление функций клеток, связанных с провоспалительной паракринной сигнализацией и повреждением тканей. Однако сенотерапевтические подходы к лечению возрастных заболеваний не совсем безопасны, поскольку появление клеток SAS-фенотипа также имеет решающее значение для заживления ран и сопровождает процесс ремоделирования тканей [27]. При этом важно, чтобы терапия не оказывала выраженного воздействия на контроль клеточного цикла или механизмы, управляющие старением, поскольку это может способствовать развитию рака. Тем не менее, с учётом корреляции между старением, появлением клеток SAS-фенотипа и заболеваниями костной системы, эти препараты являются привлекательными кандидатами с целью воздействия на их патогенез и замедления прогрессирования.

Сенолитики

Для поиска новых препаратов сенотерапии, которые могут воздействовать на остеоциты, хондроциты и синовиальные клетки, используется высокопроизводительный скрининг лекарственных средств. Более 1000 соединений проверены на сенолитическую активность на клеточных линиях хондроцитов человека. Многие из них избирательно вызывают апоптоз в стареющих клетках, подавляя активированные пути выживания (Bcl-2/Bcl-xL, p53/p21 и PI3K/AKT), и/или обладают антиапоптотическим эффектом, например воздействуя на сериновые протеиназы — серпины [4]. Так, ингибитор проапототических белков Bcl-2 и Bcl-xL навитоклакс1 оказывает влияние на стареющие гемопоэтические клетки и МСК костного мозга, а также способствует устранению хондроцитов, экспрессирующих высокие концентрации белка p16 [14]. Лечение возрастных мышей комбинацией дазатиниба и кверцетина привело к снижению количества стареющих остеоцитов, остеокластов и к сокращению потери костной массы. При этом отмечалось существенное улучшение реабсорбции минералов и микроархитектуры трабекулярной и кортикальной кости [82]. Дазатиниб ингибирует тирозинкиназы (BCR-ABL, SRC, c-KIT) рецепторов эфрина А и тромбоцитарного фактора роста β94, а растительный флавонол кверцетин является деактиватором киназы PI3K и серпинов. Механизм его действия на стареющие хондроциты заключается в снижении образования внутриклеточных АФК, восстановлении потенциала митохондриальных мембран и остановке апоптоза через каспазу 3 [83]. В фазе клинических испытаний для лечения остеоартроза находится сенолитик UBX0101 (REFS97–99), нацеленный на деградацию белка p53. Локальная внутрисуставная инъекция UBX0101 при посттравматическом остеоартрите селективно устраняет стареющие клетки, повышает количество протеогликана и улучшает исход заболевания [84]. Сиртуин-1 (SIRT1) при воздействии каталазы НАД-зависимой деацетилазы образует не обладающую активностью молекулу N-концевого фрагмента фермента, разрушающего хондроитинсульфат, активность которой в сыворотке крови пациентов коррелирует с ранней стадией остеоартроза и со старением хондроцитов. Системное комбинированное применение навитоклакса и внутрисуставного UBX0101 оказывает негативное влияние на этот процесс [84]. Природный флавоноид физетин1, родственный кверцетину, обладает как сенолитической, так и сеноморфной активностью в зависимости от типа клеток, на которые он воздействует [14]. Регулятор аутофагии, ингибитор белка теплового шока HSP90, увеличивает продолжительность здоровой жизни прогероидных мышей [83]. Пептид, который блокирует взаимодействие p53 с членом семейства факторов транскрипции Forkhead, FOXO4, индуцирует апоптоз стареющих клеток in vitro и in vivo, улучшая физическую форму, рост волос и функцию почек у прогероидных и старых мышей [82]. Старение является фактором возникновения возрастных заболеваний. С учётом этого факта и вышеприведённых данных можно предположить, что уничтожение стареющих клеток сенолитиками оказывает опосредованное влияние на деградацию хрящевой и костной ткани, вызванную катаболическими факторами SAS-фенотипа. Ещё одним аргументом в пользу применения сенолитиков в стратегиях лечения остеоартрита и остеопороза являются доказательства феномена клеточного старения, играющего не последнюю роль в различных физиологических процессах, включая ремоделирование тканей и заживление ран [27]. В этом случае секреция факторов роста и ремоделирующих ферментов клетками SAS-фенотипа оказывает стимулирующее воздействие на рост клеток, что помогает обновлению тканей. Необходимы дополнительные исследования, чтобы установить побочные эффекты, которые могут возникать при массовом устранении стареющих клеток из суставов и костной ткани.

Сеноморфики

Терапевтическое воздействие на молекулы и механизмы, связанные с воспалением и заболеванием, не является новой стратегией. Показано, что широкий спектр сеноморфных кандидатов ингибирует пути, связанные с деятельностью клеток SAS-фенотипа, не вызывая их апоптоза. К ним относятся ингибиторы киназы Iκβ, ядерного фактора NFκβ, тирозиновой протеинкиназы JAK (руксолитиниб), ATM (KU-60019) и рецепторов 2-го типа к TGF-β и p21 (Mmu-miR-291a-3p); соединения, блокирующие связывание прогерина с ламином A/C (JH4), а также активаторы сигнализации факторов роста тромбоцитов и фибробластов (кондиционированная среда из эмбриональных стволовых клеток) и другие [4, 14, 67, 80, 82, 84]. Несмотря на многочисленные данные о роли иммунной системы в развитии остеоартрита, клинические испытания ингибиторов цитокинов TNF-α или IL-1β, которые стимулируют выработку повреждающих внеклеточный матрикс металлопротеиназ, не оправдали ожиданий. Например, в исследовании фазы IIа показано, что терапия двойным ингибитором IL-1α и IL-1β лутикизумабом1 приводит к небольшому снижению выраженности боли у пациентов с остеоартритом колена и синовитом и не оказывает влияния на исход заболеваний [85]. Ингибитор рецептора IL-6 тоцилизумаб в настоящее время проходит III фазу клинических испытаний для применения при воспалительном остеоартрите кисти, а ингибитор гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора отилимаб1 находится во II фазе [86]. III фазу клинических испытаний при остеоартрите тазобедренного и коленного сустава проходят ингибиторы фактора роста нервов NGF танезумаб и фасинумаб1, а ингибитор хемокина CCL17 находится в I фазе [86].

Селективным и естественным методом терапии является стимуляция клеток иммунной системы для удаления стареющих клеток. На клеточной мембране SAS-фенотипа находятся специфические эпитопы, а также экспрессируемые аномальные белки, которые могут стать мишенями для узнавания иммуноцитами. Однако не все эпитопы подходят для использования их в качестве мишеней. Так, широко используемый биомаркёр стареющих клеток p16Ink4a не всегда распознаётся иммунными клетками, в частности при внутриядерной продукции. Подавление его экспрессии в хондроцитах взрослых мышей не снизило формирование SAS-фенотипа и не оказало влияния на возникновение остеоартрита [87]. NK-клетки CD56+/CD16− фенотипа и нейтрофилы являются первыми клетками, которые определяются в синовиальной оболочке при экспериментальном остеартрите и вовлечены в процесс повреждения хряща [88]. На CD4+CD28− T- и NK-клетках экспрессируются рецепторы NKG2D, которые при взаимодействии с молекулами гистосовместимости главного комплекса гистосовместимости I класса действуют как ингибирующие функции киллерных клеток [85]. Баланс между активирующими (NKG2D, DNAM-1, NKp44 и NKp46) и ингибирующими рецепторами (CD94/NKG2A) определяет возможность этих клеток уничтожать стареющие синовиальные клетки. Таким образом, стареющие человеческие фибробласты могут быть идентифицированы и уничтожены NK-клетками через лигандные взаимодействия с рецептором NKG2D и дегрануляцию [89]. Однако иммунное удаление стареющих клеток иногда может быть неэффективным по причине низкой экспрессии лиганда NKG2D.

Металлопротеиназы обладают катаболическим воздействием на хрящ и также рассматриваются в качестве мишени для фармакологического вмешательства. В частности, высоко экспрессируемая в соединительной ткани MMP13 является специфичным ферментом для деградации коллагена II типа в суставном хряще. Хондроцит-специфическая делеция в гене MMP13 снижает тяжесть течения остеоартрита, вызванного повреждением менисков и связок [90]. Тем не менее в рандомизированном двойном слепом плацебо-контролируемом многоцентровом параллельно-групповом исследовании зависимости реакции от дозы при лечении ингибитором MMP13 PG-116800 остеоартрита коленного сустава не показано улучшения течения заболевания [90]. Установлено, что метформин помимо снижения концентрации сахара в крови замедляет процесс старения посредством многочисленных механизмов [91]. Применение при остеоартрите этого препарата через сигнальный путь AMPK/NF-κβ/ERK предотвращало образование остеокластов, ингибировало абсорбцию костной ткани и дисфункции при ремоделировании субхондральной кости [92].

Некодирующие микроРНК (micro ribonucleic acid, miRNA) участвуют на уровне транскрипции в регуляции продукции различных факторов клетками SAS-фенотипа [93]. В частности, miR-140, мишенью которой в пути PI3K-AKT являются Toll-подобный рецептор 4 и IGF-1R, а в пути Notch — молекулы JAG1 и NUMBL, ослабляет раннее развитие остеоартроза, ингибируя старение хондроцитов [94]. В условиях стресса miR-204 индуцируется факторами транскрипции GATA4 и NF-κβ, что оказывает влияние на старение хондроцитов со снижением биосинтеза протеогликана [93]. Ингибирование активности miR-204 восстанавливает в хондроцитах синтез протеогликана, подавляет секрецию факторов SAS-фенотипом и улучшает течение остеоартрита [95].

Таким образом, приведённые данные свидетельствуют, что ингибирование продукции различных факторов SAS-фенотипом с помощью сеноморфиков может быть перспективным терапевтическим подходом к лечению заболеваний. Однако необходимы дополнительные исследования, чтобы точно определить, какие факторы SAS-фенотипа способствуют патологии и каким образом их ингибирование замедляет и/или предотвращает прогрессирование заболевания.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ И ПЕРСПЕКТИВЫ

Продемонстрировано, что с возрастом стволовые клетки-предшественники, остеобласты, остеоциты и хондроциты вырабатывают маркёры клеточного старения. Центральный механизм, посредством которого данные клетки расширяют программу старения и ухудшают микросреду костной и хрящевой ткани, а также костного мозга, осуществляется через «костный SAS-фенотип». SAS-фенотип является гетерогенным, варьируется в зависимости от типа клеток и стимула, вызывающего старение, и очень динамичен, изменяясь с течением времени. Таким образом, необходимо использовать беспристрастный подход с использованием омикс-технологий для получения информации о его весьма сложных профилях. В большинстве исследований свойств костного SAS-фенотипа при патологических состояниях, таких как остеоартрит и остеопороз, не приведены данные о факторах его профилирования. В основном демонстрируются выборочные панели воспалительных факторов и цитокинов, продуцируемых SAS-фенотипом. Необходимы дальнейшая подробная характеристика и всесторонняя идентификация костного SAS-фенотипа при различных возрастных состояниях скелета, а также выявление точных механизмов, посредством которых он оказывает влияние на этиологию болезней. Следует отметить, что дополнительные типы стареющих клеток в микросреде костей и соответствующие им SAS-фенотипы, вероятно, будут обнаружены в будущем (это быстро развивающееся направление молекулярной биологии). Клетки SAS-фенотипа не только оказывают пагубное локальное воздействие, но и могут вызывать системные неблагоприятные эффекты. К сожалению, их эндокринное действие на регуляцию активности тканей и органов находится на ранней стадии изучения. С учётом того факта, что выявленные на сегодняшний день провоспалительные факторы SAS-фенотипа клеток способствуют старению не только костной и хрящевой ткани, нет сомнений — их системное воздействие станет одним из основных направлений исследований возраст-ассоциированных заболеваний.

Эффективные стратегии лечения остеопороза и остеоартрита требуют детального изучения основных механизмов и биомаркёров, которые характерны и специфичны для изменения физиологии стареющих клеток, что позволит более точно разработать алгоритм направленной на них терапии. Доклинические исследования многочисленных препаратов, нацеленных посредством различных механизмов на стареющие клетки и их преобразование в SAS-фенотип, иллюстрируют огромный потенциал сенотерапии. Успех особенно примечателен, поскольку это направление возникло относительно недавно, и мало внимания уделялось химической оптимизации терапевтических средств или методов их доставки в клетки для повышения безопасности и эффективности. Трансляция таких методов лечения из лаборатории в клинику затруднена из-за отсутствия доказательств, указывающих на определённый тип стареющих клеток в качестве основной причины дисфункций костной системы. Несмотря на то, что фармакологические подходы к лечению возрастных заболеваний кажутся многообещающими, потенциальные побочные эффекты и различия в эффективности лекарств остаются проблемой. Что касается лечения заболеваний суставов, неизвестно, не усугубят ли сенолитики при массовой гибели стареющих клеток потерю хряща и костной ткани, наблюдаемую у пациентов с остеопорозом или остеоартритом.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Вклад авторов. Н.Г. Плехова — административное управление планированием и проведением исследования, включая сбор данных, написание текста и редактирование статьи; П.А. Новикова — осуществление научно-исследовательского процесса, подготовка и написание текста статьи; Н.В. Цветов — написание текста. Все авторы одобрили рукопись (версию для публикации), а также согласились нести ответственность за все аспекты работы, гарантируя надлежащее рассмотрение и решение вопросов, связанных с точностью и добросовестностью любой её части.

Благодарности. Неприменимо.

Этическая экспертиза. Неприменимо.

Согласие на публикацию. Неприменимо.

Источники финансирования. Настоящий обзор подготовлен и опубликован (оплата рассмотрения рукописи) с использованием денежных средств государственного задания Министерства здравоохранения Российской Федерации № 056-00055-24-00 от 14.01.2024. У авторов есть полный доступ ко всем данным, полученным в результате поиска и анализа литературы.

Оригинальность. При создании настоящей работы авторы не использовали ранее опубликованные сведения (текст, иллюстрации, данные).

Доступ к данным. Редакционная политика в отношении совместного использования данных к настоящей работе не применима, новые данные не собирали и не создавали.

Генеративный искусственный интеллект. При создании настоящей статьи технологии генеративного искусственного интеллекта не использовали.

Рассмотрение и рецензирование. Настоящая работа подана в журнал в инициативном порядке и рассмотрена по обычной процедуре. В рецензировании участвовали один внешний рецензент, два члена редакционной коллегии и научный редактор издания.

ADDITIONAL INFORMATION

Author contributions: N.G. Plekhova: project administration, investigation, data curation, writing — original draft, writing — review & editing; P.A. Novikova: investigation, writing — original draft, writing — review & editing; N.V. Tsvetov: writing — original draft. All the authors approved the version of the manuscript to be published and agreed to be accountable for all aspects of the work, ensuring that questions related to the accuracy or integrity of any part of the work are appropriately investigated and resolved.

Acknowledgments: Not applicable.

Ethics approval: Not applicable.

Consent for publication: Not applicable.

Funding source: This review was prepared and published (including payment for manuscript processing) using funds from State Assignment No. 056-00055-24-00 of the Ministry of Health of the Russian Federation dated January 14, 2024. The authors had full access to all data obtained from the search and analysis.

Statement of originality: No previously obtained or published material (text, images, or data) was used in this study or article.

Data availability statement: The editorial policy regarding data sharing does not apply to this work, as no new data was collected or created.

Generative AI: No generative artificial intelligence technologies were used to prepare this article.

Provenance and peer review: This paper was submitted unsolicited and reviewed following the standard procedure. The review process involved one external reviewer, two members of the Editorial Board, and the in-house scientific editor.

1 Здесь и далее: лекарственное средство не зарегистрировано в Российской Федерации.

×

About the authors

Natalia G. Plekhova

Pacific State Medical University

Author for correspondence.
Email: plekhova.ng@tgmu.ru
ORCID iD: 0000-0002-8701-7213
SPIN-code: 2685-9578

Dr. Sci. (Biology), Associate Professor

Russian Federation, Vladivostok

Polina A. Novikova

Pacific State Medical University

Email: vpo12345@mail.ru
ORCID iD: 0009-0002-5900-3938
Russian Federation, Vladivostok

Nikolay V. Tsvetov

Pacific State Medical University

Email: tsvetov0@gmail.com
ORCID iD: 0009-0009-0318-0661
Russian Federation, Vladivostok

References

  1. Li Z, Zhang Z, Ren Y, et al. Aging and age-related diseases: from mechanisms to therapeutic strategies. Biogerontology. 2021;22(2):165–187. doi: 10.1007/s10522-021-09910-5 EDN: ARCTCB
  2. Little-Letsinger SE, Rubin J, Diekman B, et al. Exercise to mend aged-tissue crosstalk in bone targeting osteoporosis & osteoarthritis. Semin Cell Dev Biol. 2022;123:22–35. doi: 10.1016/j.semcdb.2021.08.011 EDN: DDXNEL
  3. Föger-Samwald U, Kerschan-Schindl K, Butylina M, Pietschmann P. Age related osteoporosis: targeting cellular senescence. Int J Mol Sci. 2022;23(5):2701. doi: 10.3390/ijms23052701 EDN: NHERFT
  4. Coryell PR, Diekman BO, Loeser RF. Mechanisms and therapeutic implications of cellular senescence in osteoarthritis. Nat Rev Rheumatol. 2021;17(1):47–57. doi: 10.1038/s41584-020-00533-7 EDN: JUZZUZ
  5. Doolittle ML, Monroe DG, Farr JN, Khosla S. The role of senolytics in osteoporosis and other skeletal pathologies. Mech Ageing Dev. 2021;199:111565. doi: 10.1016/j.mad.2021.111565 EDN: KXFVBV
  6. López-Otín C, Blasco MA, Partridge L, et al. Hallmarks of aging: An expanding universe. Cell. 2023;186(2):243–278. doi: 10.1016/j.cell.2022.11.001 EDN: JTXISH
  7. de Magalhães JP. Cellular senescence in normal physiology. Science. 2024;384(6702):1300–1301. doi: 10.1126/science.adj7050 EDN: DMDQIN
  8. Gorgoulis V, Adams PD, Alimonti A, et al. Cellular senescence: defining a path forward. Cell. 2019;179(4):813–827. doi: 10.1016/j.cell.2019.10.005 EDN: PGJUED
  9. Suryadevara V, Hudgins AD, Rajesh A, et al. SenNet recommendations for detecting senescent cells in different tissues. Nat Rev Mol Cell Biol. 2024;25(12):1001–1023. doi: 10.1038/s41580-024-00738-8 EDN: MAAWKN
  10. Igrunkova АV, Valieva YМ, Kalinichenko АМ, et al. Cellular senescence: molecular biology and morphology. Molecular Medicine. 2022;20(4):16–21. doi: 10.29296/24999490-2022-04-03 EDN: EKRPQL
  11. Ishikawa F. Cellular senescence, an unpopular yet trustworthy tumor suppressor mechanism. Cancer Sci. 2003;94(11):944–947. doi: 10.1111/j.1349-7006.2003.tb01382.x
  12. Hall BM, Balan V, Gleiberman AS, et al. Aging of mice is associated with p16(Ink4a)- and β-galactosidase-positive macrophage accumulation that can be induced in young mice by senescent cells. Aging (Albany NY). 2016;8(7):1294–1315. doi: 10.18632/aging.100991 EDN: YDKCLM
  13. Blagosklonny MV. Cell senescence, rapamycin and hyperfunction theory of aging. Cell Cycle. 2022;21(14):1456–1467. doi: 10.1080/15384101.2022.2054636 EDN: UEAAGF
  14. Lawrence M, Goyal A, Pathak S, Ganguly P. Cellular senescence and inflammaging in the bone: pathways, genetics, anti-aging strategies and interventions. Int J Mol Sci. 2024;25(13):7411. doi: 10.3390/ijms25137411 EDN: XJQDWY
  15. Diekman BO, Loeser RF. Aging and the emerging role of cellular senescence in osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2024;32(4):365–371. doi: 10.1016/j.joca.2023.11.018 EDN: TLCNFY
  16. Ravazzano L, Colaianni G, Tarakanova A, et al. Multiscale and multidisciplinary analysis of aging processes in bone. NPJ Aging. 2024;10(1):28. doi: 10.1038/s41514-024-00156-2 EDN: EUCFTW
  17. Plekhova NG, Krivolutskaya PA, Chernenko IN. Cellular mechanisms of age-dependent bone remodeling. Kazan Medical Journal. 2024;105(4):648–660. doi: 10.17816/KMJ632264 EDN: HFJNYE
  18. Chan CKF, Gulati GS, Sinha R, et al. Identification of the human skeletal stem cell. Cell. 2018;175(1):43–56.e21. doi: 10.1016/j.cell.2018.07.029 EDN: YJILHN
  19. Kikyo N. Circadian regulation of bone remodeling. Int J Mol Sci. 2024;25(9):4717. doi: 10.3390/ijms25094717 EDN: BEKOSC
  20. Teissier T, Temkin V, Pollak RD, Cox LS. Crosstalk between senescent bone cells and the bone tissue microenvironment influences bone fragility during chronological age and in diabetes. Front Physiol. 2022;13:812157. doi: 10.3389/fphys.2022.812157 EDN: PFCGBF
  21. Khosla S, Farr JN, Monroe DG. Cellular senescence and the skeleton: pathophysiology and therapeutic implications. J Clin Invest. 2022;132(3):e154888. doi: 10.1172/JCI154888 EDN: ITINYC
  22. van der Kraan PM, van den Berg WB. Chondrocyte hypertrophy and osteoarthritis: role in initiation and progression of cartilage degeneration? Osteoarthritis Cartilage. 2012;20(3):223–232. doi: 10.1016/j.joca.2011.12.003
  23. Mackie EJ, Ahmed YA, Tatarczuch L, et al. Endochondral ossification: how cartilage is converted into bone in the developing skeleton. Int J Biochem Cell Biol. 2008;40(1):46–62. doi: 10.1016/j.biocel.2007.06.009 EDN: MMSINB
  24. Jeon OH, David N, Campisi J, Elisseeff JH. Senescent cells and osteoarthritis: a painful connection. J Clin Invest. 2018;128(4):1229–1237. doi: 10.1172/JCI95147
  25. van Donkelaar CC, Wilson W. Mechanics of chondrocyte hypertrophy. Biomech Model Mechanobiol. 2012;11(5):655–664. doi: 10.1007/s10237-011-0340-0 EDN: PISQLL
  26. Li J, Dong S. The signaling pathways involved in chondrocyte differentiation and hypertrophic differentiation. Stem Cells Int. 2016;2016:2470351. doi: 10.1155/2016/2470351
  27. Rim YA, Nam Y, Ju JH. The role of chondrocyte hypertrophy and senescence in osteoarthritis initiation and progression. Int J Mol Sci. 2020;21(7):2358. doi: 10.3390/ijms21072358 EDN: GHPPWU
  28. Chen H, Tu M, Liu S, et al. Dendrobine alleviates cellular senescence and osteoarthritis via the ROS/NF-κB axis. Int J Mol Sci. 2023;24(3):2365. doi: 10.3390/ijms24032365 EDN: GTUYLC
  29. Xie J, Wang Y, Lu L, et al. Cellular senescence in knee osteoarthritis: molecular mechanisms and therapeutic implications. Ageing Res Rev. 2021;70:101413. doi: 10.1016/j.arr.2021.101413 EDN: FWQMLJ
  30. Ashraf S, Cha BH, Kim JS, et al. Regulation of senescence associated signaling mechanisms in chondrocytes for cartilage tissue regeneration. Osteoarthritis Cartilage. 2016;24(2):196–205. doi: 10.1016/j.joca.2015.07.008
  31. Yang X, Liu TC, Liu S, et al. Promoted viability and differentiated phenotype of cultured chondrocytes with low level laser irradiation potentiate efficacious cells for therapeutics. Front Bioeng Biotechnol. 2020;8:468. doi: 10.3389/fbioe.2020.00468 EDN: PVEDYG
  32. Solovyova IA, Demko IV, Sobko EA, et al. The role of p38 mapk in the development of immune inflammation. Bulletin Physiology and Pathology of Respiration. 2013;(49):105–114. EDN: RBQOLZ
  33. Del Rey MJ, Valín Á, Usategui A, et al. Senescent synovial fibroblasts accumulate prematurely in rheumatoid arthritis tissues and display an enhanced inflammatory phenotype. Immun Ageing. 2019;16:29. doi: 10.1186/s12979-019-0169-4 EDN: WLVXSJ
  34. Entz L, Falgayrac G, Chauveau C, et al. The extracellular matrix of human bone marrow adipocytes and glucose concentration differentially alter mineralization quality without impairing osteoblastogenesis. Bone Rep. 2022;17:101622. doi: 10.1016/j.bonr.2022.101622 EDN: PRBVAD
  35. Buettmann EG, Goldscheitter GM, Hoppock GA, et al. Similarities between disuse and age-induced bone loss. J Bone Miner Res. 2022;37(8):1417–1434. doi: 10.1002/jbmr.4643 EDN: HUGCFX
  36. Guerra RM, Fowler VM, Wang L. Osteocyte dendrites: how do they grow, mature, and degenerate in mineralized bone? Cytoskeleton (Hoboken). 2025;82(9):556–570. doi: 10.1002/cm.21964 EDN: VPQJSN
  37. Elnunu IS, Redmond JN, Obata Y, et al. Increased AGE cross-linking reduces the mechanical properties of osteons. JOM (1989). 2024;76(10):5692–5702. doi: 10.1007/s11837-024-06716-x EDN: TFPLOV
  38. Farr JN, Khosla S. Cellular senescence in bone. Bone. 2019;121:121–133. doi: 10.1016/j.bone.2019.01.015
  39. Wan M, Gray-Gaillard EF, Elisseeff JH. Cellular senescence in musculoskeletal homeostasis, diseases, and regeneration. Bone Res. 2021;9(1):41. doi: 10.1038/s41413-021-00164-y EDN: DKAUEC
  40. Fang CL, Liu B, Wan M. “Bone-SASP” in skeletal aging. Calcif Tissue Int. 2023;113(1):68–82. doi: 10.1007/s00223-023-01100-4 EDN: NZHGPK
  41. Kim HN, Xiong J, MacLeod RS, et al. Osteocyte RANKL is required for cortical bone loss with age and is induced by senescence. JCI Insight. 2020;5(19):e138815. doi: 10.1172/jci.insight.138815 EDN: IYYAQY
  42. Cui J, Shibata Y, Zhu T, et al. Osteocytes in bone aging: Advances, challenges, and future perspectives. Ageing Res Rev. 2022;77:101608. doi: 10.1016/j.arr.2022.101608 EDN: IPPGQA
  43. Wölfel EM, Fernandez-Guerra P, Nørgård MØ, et al. Senescence of skeletal stem cells and their contribution to age-related bone loss. Mech Ageing Dev. 2024;221:111976. doi: 10.1016/j.mad.2024.111976 EDN: XSPIOG
  44. Wang T, Huang S, He C. Senescent cells: A therapeutic target for osteoporosis. Cell Prolif. 2022;55(12):e13323. doi: 10.1111/cpr.13323
  45. Kurenkova AD, Medvedeva EV, Newton PT, Chagin AS. Niches for skeletal stem cells of mesenchymal origin. Front Cell Dev Biol. 2020;8:592. doi: 10.3389/fcell.2020.00592 EDN: JMQCSB
  46. Matsushita Y, Ono W, Ono N. Skeletal stem cells for bone development and repair: diversity matters. Curr Osteoporos Rep. 2020;18(3):189–198. doi: 10.1007/s11914-020-00572-9 EDN: QWVSPM
  47. Buck HV, Stains JP. Osteocyte-mediated mechanical response controls osteoblast differentiation and function. Front Physiol. 2024;15:1364694. doi: 10.3389/fphys.2024.1364694 EDN: ZCHJAN
  48. Pignolo RJ, Law SF, Chandra A. Bone aging, cellular senescence, and osteoporosis. JBMR Plus. 2021;5(4):e10488. doi: 10.1002/jbm4.10488 EDN: MCCWGP
  49. Melis S, Trompet D, Chagin AS, Maes C. Skeletal stem and progenitor cells in bone physiology, ageing and disease. Nat Rev Endocrinol. 2025;21(3):135–153. doi: 10.1038/s41574-024-01039-y EDN: VNCUVS
  50. Gharpinde MR, Pundkar A, Shrivastava S, et al. A comprehensive review of platelet-rich plasma and its emerging role in accelerating bone healing. Cureus. 2024;16(2):e54122. doi: 10.7759/cureus.54122 EDN: LYWFQA
  51. Spencer JA, Ferraro F, Roussakis E, et al. Direct measurement of local oxygen concentration in the bone marrow of live animals. Nature. 2014;508(7495):269–273. doi: 10.1038/nature13034 EDN: WQZGYB
  52. Guo B, Huang X, Chen Y, Broxmeyer HE. Ex vivo expansion and homing of human cord blood hematopoietic stem cells. Adv Exp Med Biol. 2023;1442:85–104. doi: 10.1007/978-981-99-7471-9_6
  53. Han L, Wang B, Wang R, et al. The shift in the balance between osteoblastogenesis and adipogenesis of mesenchymal stem cells mediated by glucocorticoid receptor. Stem Cell Res Ther. 2019;10(1):377. doi: 10.1186/s13287-019-1498-0 EDN: ADRHCG
  54. Solidum JGN, Jeong Y, Heralde F 3rd, Park D. Differential regulation of skeletal stem/progenitor cells in distinct skeletal compartments. Front Physiol. 2023;14:1137063. doi: 10.3389/fphys.2023.1137063
  55. Pioli PD, Casero D, Montecino-Rodriguez E, et al. Plasma cells are obligate effectors of enhanced myelopoiesis in aging bone marrow. Immunity. 2019;51(2):351–366.e6. doi: 10.1016/j.immuni.2019.06.006
  56. Olivieri F, Prattichizzo F, Grillari J, Balistreri CR. Cellular senescence and inflammaging in age-related diseases. Mediators Inflamm. 2018;2018:9076485. doi: 10.1155/2018/9076485
  57. Ma Y, Qi M, An Y, et al. Autophagy controls mesenchymal stem cell properties and senescence during bone aging. Aging Cell. 2018;17(1):e12709. doi: 10.1111/acel.12709
  58. Remark LH, Leclerc K, Ramsukh M, et al. Loss of Notch signaling in skeletal stem cells enhances bone formation with aging. Bone Res. 2023;11(1):50. doi: 10.1038/s41413-023-00283-8 EDN: YIFQUQ
  59. Saul D, Kosinsky RL, Atkinson EJ, et al. A new gene set identifies senescent cells and predicts senescence-associated pathways across tissues. Nat Commun. 2022;13(1):4827. doi: 10.1038/s41467-022-32552-1 EDN: OCEODX
  60. Hsu B, Cumming RG, Seibel MJ, et al. Reproductive hormones and longitudinal change in bone mineral density and incident fracture risk in older men: the concord health and aging in men project. J Bone Miner Res. 2015;30(9):1701–1708. doi: 10.1002/jbmr.2493
  61. Ganguly P, El-Jawhari JJ, Giannoudis PV, et al. Age-related changes in bone marrow mesenchymal stromal cells: a potential impact on osteoporosis and osteoarthritis development. Cell Transplant. 2017;26(9):1520–1529. doi: 10.1177/0963689717721201
  62. Wolock SL, Krishnan I, Tenen DE, et al. Mapping distinct bone marrow niche populations and their differentiation paths. Cell Rep. 2019;28(2):302–311.e5. doi: 10.1016/j.celrep.2019.06.031 EDN: KTSVWV
  63. Mitroulis I, Kalafati L, Bornhäuser M, et al. Regulation of the bone marrow niche by inflammation. Front Immunol. 2020;11:1540. doi: 10.3389/fimmu.2020.01540 EDN: LQEVXM
  64. Tuckermann J, Adams RH. The endothelium-bone axis in development, homeostasis and bone and joint disease. Nat Rev Rheumatol. 2021;17(10):608–620. doi: 10.1038/s41584-021-00682-3 EDN: VISCNT
  65. Vun J, Iqbal N, Jones E, Ganguly P. Anti-aging potential of platelet rich plasma (PRP): evidence from osteoarthritis (OA) and applications in senescence and inflammaging. Bioengineering (Basel). 2023;10(8):987. doi: 10.3390/bioengineering10080987 EDN: OEHJNZ
  66. Ferrucci L, Fabbri E. Inflammageing: chronic inflammation in ageing, cardiovascular disease, and frailty. Nat Rev Cardiol. 2018;15(9):505–522. doi: 10.1038/s41569-018-0064-2 EDN: YIFCDZ
  67. Robbins PD, Jurk D, Khosla S, et al. Senolytic drugs: reducing senescent cell viability to extend health span. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2021;61:779–803. doi: 10.1146/annurev-pharmtox-050120-105018 EDN: FBNGDR
  68. Hay E, Bouaziz W, Funck-Brentano T, Cohen-Solal M. Sclerostin and bone aging: a mini-review. Gerontology. 2016;62(6):618–623. doi: 10.1159/000446278
  69. Gao Y, Patil S, Jia J. The development of molecular biology of osteoporosis. Int J Mol Sci. 2021;22(15):8182. doi: 10.3390/ijms22158182 EDN: CDXDCW
  70. Falvino A, Gasperini B, Cariati I, et al. Cellular senescence: the driving force of musculoskeletal diseases. Biomedicines. 2024;12(9):1948. doi: 10.3390/biomedicines12091948 EDN: NEKJUI
  71. Yao Z, Murali B, Ren Q, et al. Therapy-induced senescence drives bone loss. Cancer Res. 2020;80(5):1171–1182. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-19-2348 EDN: PYMFRC
  72. Xu P, Lin B, Deng X, et al. VDR activation attenuates osteoblastic ferroptosis and senescence by stimulating the Nrf2/GPX4 pathway in age-related osteoporosis. Free Radic Biol Med. 2022;193(Pt 2):720–735. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2022.11.013 EDN: LBPPQV
  73. Guo Y, Jia X, Cui Y, et al. Sirt3-mediated mitophagy regulates AGEs-induced BMSCs senescence and senile osteoporosis. Redox Biol. 2021;41:101915. doi: 10.1016/j.redox.2021.101915 EDN: KYWCGO
  74. Li CJ, Xiao Y, Sun YC, et al. Senescent immune cells release grancalcin to promote skeletal aging. Cell Metab. 2022;34(1):184–185. doi: 10.1016/j.cmet.2021.12.003 EDN: JAJPKZ
  75. Schmauck-Medina T, Molière A, Lautrup S, et al. New hallmarks of ageing: a 2022 Copenhagen ageing meeting summary. Aging (Albany NY). 2022;14(16):6829–6839. doi: 10.18632/aging.204248 EDN: QVWBBH
  76. Yu H, Yao S, Zhou C, et al. Morroniside attenuates apoptosis and pyroptosis of chondrocytes and ameliorates osteoarthritic development by inhibiting NF-κB signaling. J Ethnopharmacol. 2021;266:113447. doi: 10.1016/j.jep.2020.113447 EDN: VPQUVI
  77. Tong L, Yu H, Huang X, et al. Current understanding of osteoarthritis pathogenesis and relevant new approaches. Bone Res. 2022;10(1):60. doi: 10.1038/s41413-022-00226-9 EDN: AJEAGA
  78. Kabalyk MA. Biomarkers of subchondral bone remodeling in osteoarthritis. Pacific Medical Journal. 2017;(1):36–41. doi: 10.17238/PmJ1609-1175.2017.1.37-41 EDN: VYOCGX
  79. Song C, Zhou Y, Cheng K, et al. Cellular senescence — Molecular mechanisms of intervertebral disc degeneration from an immune perspective. Biomed Pharmacother. 2023;162:114711. doi: 10.1016/j.biopha.2023.114711 EDN: XENXIF
  80. Zhang L, Xing R, Huang Z, et al. Inhibition of synovial macrophage pyroptosis alleviates synovitis and fibrosis in knee osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2019;2019:2165918. doi: 10.1155/2019/2165918
  81. Chen B, Wang L, Xie D, Wang Y. Exploration and breakthrough in the mode of chondrocyte death — A potential new mechanism for osteoarthritis. Biomed Pharmacother. 2024;170:115990. doi: 10.1016/j.biopha.2023.115990 EDN: NZRAKY
  82. Farr JN, Xu M, Weivoda MM, et al. Targeting cellular senescence prevents age-related bone loss in mice. Nat Med. 2017;23(9):1072–1079. doi: 10.1038/nm.4385
  83. Chin AF, Han J, Clement CC, et al. Senolytic treatment reduces oxidative protein stress in an aging male murine model of post-traumatic osteoarthritis. Aging Cell. 2023;22(11):e13979. doi: 10.1111/acel.13979 EDN: ZQMXVC
  84. Liu Y, Zhang Z, Li T, et al. Senescence in osteoarthritis: from mechanism to potential treatment. Arthritis Res Ther. 2022;24(1):174. doi: 10.1186/s13075-022-02859-x EDN: AGQUGD
  85. Singh P, Kapahi P, van Deursen JM. Immune checkpoint inhibitors as senolytic agents. Cell Res. 2023;33(3):197–198. doi: 10.1038/s41422-022-00761-4 EDN: GPKHYQ
  86. Cao Z, Li Y, Wang W, et al. Is Lutikizumab, an anti-interleukin-1α/β dual variable domain immunoglobulin, efficacious for osteoarthritis? Results from a bayesian network meta-analysis. Biomed Res Int. 2020;2020:9013283. doi: 10.1155/2020/9013283 EDN: KGACZJ
  87. Schulze-Tanzil G. Experimental therapeutics for the treatment of osteoarthritis. J Exp Pharmacol. 2021;13:101–125. doi: 10.2147/JEP.S237479 EDN: PLJAEQ
  88. Xiong Y, Mi BB, Lin Z, et al. The role of the immune microenvironment in bone, cartilage, and soft tissue regeneration: from mechanism to therapeutic opportunity. Mil Med Res. 2022;9(1):65. doi: 10.1186/s40779-022-00426-8 EDN: YASGEE
  89. Reid P, Liew DF, Akruwala R, et al. Activated osteoarthritis following immune checkpoint inhibitor treatment: an observational study. J Immunother Cancer. 2021;9(9):e003260. doi: 10.1136/jitc-2021-003260 EDN: WHWFZL
  90. Hu Q, Ecker M. Overview of MMP-13 as a promising target for the treatment of osteoarthritis. Int J Mol Sci. 2021;22(4):1742. doi: 10.3390/ijms22041742 EDN: TJKTRH
  91. Rodriguez-Merchan EC. The current role of disease-modifying osteoarthritis drugs. Arch Bone Jt Surg. 2023;11(1):11–22. doi: 10.22038/ABJS.2021.56530.2807
  92. Li J, Zhang B, Liu WX, et al. Metformin limits osteoarthritis development and progression through activation of AMPK signalling. Ann Rheum Dis. 2020;79(5):635–645. doi: 10.1136/annrheumdis-2019-216713 EDN: NLRFMU
  93. Kong H, Sun ML, Zhang XA, Wang XQ. Crosstalk among circRNA/lncRNA, miRNA, and mRNA in osteoarthritis. Front Cell Dev Biol. 2021;9:774370. doi: 10.3389/fcell.2021.774370 EDN: EWKLPI
  94. Duan L, Liang Y, Xu X, et al. Recent progress on the role of miR-140 in cartilage matrix remodelling and its implications for osteoarthritis treatment. Arthritis Res Ther. 2020;22(1):194. doi: 10.1186/s13075-020-02290-0 EDN: LAIOMN
  95. He X, Deng L. miR-204-5p inhibits inflammation of synovial fibroblasts in osteoarthritis by suppressing FOXC1. J Orthop Sci. 2022;27(4):921–928. doi: 10.1016/j.jos.2021.03.014 EDN: NANQHP

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Model of senescence-associated secretory phenotype formation. Stressors trigger activation of key inducers of cellular senescence (p16Ink4a/pRb and/or p21Cip1/p53) and expression of the tumor suppressor and senescence biomarker, the cyclin-dependent kinase inhibitor p16Ink4a, promoting the secretion of proinflammatory mediators. DDR, DNA damage response; pRb, retinoblastoma protein; АФК, reactive oxygen species.

Download (1MB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Schematic representation of bone remodeling: а, in young bone, mesenchymal stem cells differentiate into osteoblasts and hematopoietic stem cells differentiate into osteoclasts in the proportions required for balanced bone resorption and formation; b, with aging, senescent cells expressing the senescence-associated secretory phenotype accumulate in the bone microenvironment. These cells affect mesenchymal stem cell commitment, shifting their differentiation from the osteogenic toward the adipogenic lineage, and increase osteoclast formation from hematopoietic precursors, leading to enhanced bone resorption.

Download (1014KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2026 Eco-Vector

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: